como avaliar os efeitos do uso de prebióticos, probióticos e flora de ...

5° Simpósio Técnico de Incubação, Matrizes de Corte e Nutrição04, 05 e 06 de outubro de 2004 – Balneário Camboriú, SC

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COMO AVALIAR OS EFEITOS DO USO DE PREBIÓTICOS,PROBIÓTICOS E FLORA DE EXCLUSÃO COMPETITIVA

Renato Luis Furlan, Marcos Macari e Brenda Carla LuquettiUNESP – Universidade Estadual Paulista

Departamento de Morfologia e Fisiologia AnimalFaculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias

Campus de Jaboticabal – SP, BrasilEmail: [email protected]

Introdução

As técnicas de manejo, para melhoria do desempenho, estão nadependência do entendimento do funcionamento dos sistemas orgânicos, poisatravés da manutenção da homeostase, o custo energético de mantença pode serreduzido, e como conseqüência, aumentar a produtividade do frango. É difícilpriorizar um sistema orgânico, pois os mesmos trabalham de forma harmônica eintegrada, no sentido de promover o crescimento da ave. Grande parte dossistemas tem seu desenvolvimento determinado na vida embrionária, emespecial, no que se refere ao processo de hiperplasia (aumento do número decélulas); outros apresentam apenas processos hipertróficos na vida pós-natal.Assim, o aumento do número ou tamanho de células nos tecidos são os fatoresdeterminantes do crescimento na vida pós-eclosão do frango.

Dentre os tecidos que apresentam desenvolvimento pós-eclosão encontra-se o trato digestório, pois os mecanismos indutores do desenvolvimento damucosa no trato gastrointestinal (TGI) estão na dependência de fatoresintrínsecos e extrínsecos. A mucosa intestinal tem crescimento contínuo, sendoafetada tanto pelos nutrientes da dieta (características físicas e químicas), comopelos níveis de hormônios circulantes (insulina, tiroxina, triiodotironina, IGF-I,CCK, entre outros). Atualmente, a ciência tem mostrado que o desenvolvimentode funções secretoras e absortivas no TGI estão na dependência da interaçãoentre nutrientes e expressão de genes. Assim, todo mecanismo de secreção deenzimas (que são proteínas), transportadores de membrana, estão nadependência de estímulos que ativam a transcrição de genes, os quais peloprocesso de tradução sintetizam as proteínas que terão funções relevantes nadigestão e absorção de nutrientes.

A busca pela máxima eficiência alimentar na avicultura é um ponto crítico aser considerado nas criações comerciais. Muitos aditivos, dentre eles osantibióticos, são rotineiramente utilizados em rações para controlar agentesprejudiciais ao processo digestivo, promovendo melhora nos índices zootécnicose maximizando a produção. No entanto, é fato crescente a restrição, em todo omundo, ao uso de antibióticos em doses subterapêuticas como aditivos nanutrição animal devido a possibilidade do desenvolvimento de resistênciabacteriana. Neste contexto, ingredientes de origem microbiana como probióticos eprebióticos tem merecido especial atenção como uma alternativa ao uso dostradicionais antibióticos. Embora haja necessidade de mais pesquisas, a utilizaçãode probióticos e prebióticos representam um avanço tecnológico, aplicando osefeitos benéficos propiciados pela natureza às criações industriais.


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Estas informações são altamente relevantes, pois através do entendimentoda regulação do crescimento, e funcionamento da mucosa intestinal, bem comoda utilização de agentes microbianos é que técnicas de manejo serão adotadas,tanto para crescimento, manutenção e reparo da mucosa, frente a diferentesdietas, ou lesões induzidas por agentes patógenos, com efeito direto sobre aprodutividade da avicultura.

Maturação funcional do trato gastrintestinal

A organização morfo-funcional do trato digestivo do frango tem recebidopouca atenção dos pesquisadores, talvez devido ao fato de que o frango sejaabatido precocemente. No entanto, considerando que o acelerado crescimento dofrango e as necessidades de digerir e absorver nutrientes, bem como amanutenção de estado sanitário para estes fins, melhor atenção deve ser dada aeste sistema funcional da ave.

O trato digestório sofre um processo de maturação na fase pós-eclosão, àsemelhança do que ocorre com os sistemas termorregulador e imunológico.Sendo o pinto submetido à dieta sólida na fase pós-eclosão, há necessidade deum bom entendimento dos processos de desenvolvimento morfo-funcionaldurante as duas primeiras semanas de vida da ave período este que representanada menos do que 30% do tempo de vida do frango. Assim, Nitsan et al (1991)mostraram que o crescimento alométrico do pâncreas e intestino delgado era 04vezes maior do que o da carcaça total da ave, durante os 23 primeiros dias deidade. Já, o crescimento alométrico do fígado era ao redor de 02 vezes. Osmesmos autores mostraram que a atividade de enzimas digestivas, no pâncreascomo conteúdo intestinal, aumentavam com a idade do frango, com níveismáximos ao redor de 10 dias de idade.

O intestino delgado (duodeno, jejuno e íleo) tem função primordial nosprocesso de digestão, e principalmente na absorção de nutrientes. Grande parteda função digestiva é devida a ação das enzimas (proteínas) pancreáticas:tripsina, quimiotripsina, amilase, lipase. Neste sentido, nos primeiros dias de vidado frango, a atividade pancreática parece ser determinante em digerir substratosno lúmen intestinal. Recentemente, Noy & Skalan (1998) relataram existirpequeno desenvolvimento alométrico do pâncreas nos 12 primeiros dias de idadedos pintos, quando comparado com o desenvolvimento dos segmentos intestinais(duodeno, jejuno e íleo), os quais atingiram pico de crescimento entre 6 a 8 diasde idade.

Os processos de absorção são totalmente dependentes dos mecanismosque ocorrem na mucosa intestinal. É sabido que os carboidratos são aborvidossob a forma de monômeros, glicose, cujo processo é sódio dependente e ocorreatravés de transportadores de membrana. Já, os lipídeos absorvidos sob a formade ácidos graxos livres, também depende da atividade de transportadores demembrana. O mesmo ocorre com relação aos aminoácidos. Assim, a integridadedas células que compõem a mucosa intestinal é de fundamental importância paraa absorção dos nutrientes.

A mucosa intestinal é constituída pôr células denominadas de enterócitos, asquais desenvolvem a capacidade de transportar monômeros para o interior célulae daí para a corrente sangüínea, através da membrana basolateral. A maturação


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dos enterócitos ocorre durante o processo de migração – da cripta para a pontado vilo, e é dependente de estímulos para a sua diferenciação.

O número e tamanho dos vilos depende do número de células que ocompõem. Assim, quando maior o número de células, maior o tamanho do vilo, epôr conseqüência, maior a área de absorção de nutrientes. Dessa forma, aabsorção somente se efetivará quando houver integridade funcional das célulasdos vilos, tanto na membrana luminal quanto na membrana basolateral. Outrofator muito relevante para a absorção dos nutrientes na membrana luminal é aquantidade de microvilos existentes nos enterócitos. O número de microvilos atuacomo uma amplificador de área para a absorção dos nutrientes. Yamauchi &Isshiki (1991) mostraram que a densidade de vilos/área era reduzida com oaumento da idade dos frangos; contudo, este resultado somente evidencia quecom o aumento da idade do frango ocorre aumento do tamanho do vilo (Tabela1). Os dados de Ferrer et al (1991) mostram o fator de amplificação de áreadevido a presença dos microvilos (Tabela 2).

Tabela 1 – Número de vilos/segmento no intestino delgado de frangos (valores aproximados).Cada resultado representa valores obtidos em 830 micrometros quadrados. (Dadosde YAMAUCHI & ISSHIKI, 1991)

Idade (dias) Duodeno Jejuno Íleo1 130 140 23510 38 38 6720 25 40 5330 15 23 40

Sell (1996) compilaram de diferentes autores, o perfil de desenvolvimento dediferentes segmentos no TGI dos frangos (Tabela 3). O pico de desenvolvimentodo intestino delgado mostrou ser entre 5 a 7 dias pós-eclosão. Este achado,fortalece a premissa de que a adequada alimentação na primeira semana deidade do pinto tem papel relevante no desempenho do frango.

Tabela 2 – Fator de amplificação de área de diferentes segmentos do intestino delgado e ceco,em função da densidade de microvilos nos enterócitos. (FERRER et al. 1991).

Localização Ceco JejunoProximal Médio Distal

Ponta do vilo 24 13 14 33Meio do vilo 18 - - 30Cripta 09 11 09 15

Esse desenvolvimento acentuado na capacidade funcional do tratogastrintestinal, logo após a eclosão parece ser comum as aves domésticas,ocorrendo pequenas variações entre as diferentes linhagens. Em poedeirascomerciais, por exemplo, o aumento na altura dos vilos e profundidade de cripta émais intenso no duodeno nos primeiros 6 dias de vida pós-eclosão; e aos 10 dias,no jejuno e íleo (Uni et al. 1995, 1996, 1998). Em frangos de corte por sua vez,um aumento mais acentuado na altura dos vilos, no duodeno, começa ainda inovo do 17° dia de incubação até o 7° dia pós-eclosão


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Tabela 3 – Peso relativo dos segmentos do TGI de frangos (SELL, 1996)Segmento TGI % do Peso corporal Pico pós-eclosão Referências

Na eclosão No pico cresc. DiasProventrículo 0,5-0,9 1,4-1,7 3 a 5 1,2,3Moela 3,1-4,0 5,8-6,1 3 a 4 1,2,3Int. delgado 1,2-2,6 6,2-6,6 5 a 7 2,3,4Pâncreas 0,1-0,2 0,5-0,8 8 a 9 2,3,4Fígado 2,5-2,8 3,8-4,8 6 a 8 2,3,4

Referências: 1. Murakami et al,,1991; 2. Dror et al., 1977; 3. Nitsan et al., 1991; 4. Nir et al., 1993

Porquê manter a mucosa Intestinal íntegra?

A resposta a esta questão parece-nos óbvia. Contudo, a maioria dostécnicos não dão a devida relevância no sentido de manter a integridade destetecido, pois consideram que mecanismos de digestão e absorção de nutrientessão inerentes aos mecanismos fisiológicos do TGI do frango. Assim, ainda nãoestão devidamente conscientizados que o monitoramento de lotes não pode serestringir a peso e conversão alimentar em função da idade das aves. Jásalientamos, que programas de controle de qualidade intestinal são excelentesno sentido de monitoramento da integridade anatomo-funcional da mucosaintestinal das aves.

Do ponto de vista da produção de frango, a manutenção da sanidade dolote, em especial, às doenças ou agentes que atual no TGI é fundamental, poisesta é a via de entrada dos nutrientes para o melhor desenvolvimento da ave.Considerando que a ração representa entre 70 a 80% do custo de produção, aintegridade dos mecanismos fisiológicos de digestão e absorção dos nutrientes,isto é, a integridade das células epiteliais da mucosa, assegura o bomdesempenho e produção.

Outro fator relevante neste processo relaciona-se ao tempo de “turnover”celular, isto é, o tempo necessário para que uma célula originada no processomitótico entre cripta-vilo, demora para migrar para a ponta do vilo e descamarpara o lúmen intestinal. É sabido que este tempo oscila entre 90 a 96 horas, ouseja, aproximadamente 4 dias. Este período de tempo parece curto; contudo,considerando o tempo de criação do frango representa nada menos do que 10%do tempo de vida da ave. Assim, se considerarmos uma perca de 10% em nossosistema de produção devido a distúrbios da mucosa intestinal, em um lote de 20mil aves, teríamos uma quebra de nada menos do que 5 toneladas de peso/lote.

Agente trófico sobre a mucosa intestinal do frango

Agente trófico é aquele que estimula o desenvolvimento da mucosaintestinal, ou seja, estimula o processo mitótico na região cripta-vilo, e comoconseqüência aumenta o número de células e tamanho do vilo. Dessa forma, umagente trófico determina um aumento na quantidade de DNA, pois aumenta onúmero de células. Hormônios e peptídeos têm ação trófica na mucosa intestinal,e o mesmo ocorre com os nutrientes presentes no lúmen intestinal.

Vários agentes parecem ter ação trófica sobre a mucosa intestinal, dentreeles encontram-se: aminas biogênicas, amino ácidos (como glutamina), MOS(mananoligossacarides) e FOS (frutoligossacarideos), prebióticos, probióticos.


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Muitos destes agentes são indutores de mecanismos de transcrição gênica pelaativação de enzimas importantes no processo mitótico na região cripta-vilo. Pôrexemplo, a indução da enzima ODC (ornitina-descarboxilase) que é uma enzimaimportante no processo de proliferação celular parece ocorrer quando dapresença de glutamina. Outros têm ação indireta, ou seja, favorecem osmecanismos de proliferação pôr permitir maior sanidade na mucosa intestinalatravés de processos denominados de exclusão competitiva.

A glutamina é o aminoácido em maior quantidade no tecido muscular e noplasma, tendo sido observado importantes efeitos deste aminoácido sobre areconstituição da mucosa intestinal, pois é o principal substrato para osenterócitos. Por outro lado, a oxidação da glutamina estimula a troca desódio/hidrogênio (Na+/H+) na membrana luminal do enterócito, levando a maiorabsorção iônica (Rhoads et al., 1997). Estudos realizados com ratos, mostraramque quando os mesmos eram alimentados cronicamente pela via parenteral, aadição de glutamina prevenia a hipoplasia da mucosa intestinal; contudo, osmecanismos pelos quais a glutamina estimula a proliferação da mucosa intestinalnão é bem conhecido, tendo sugerido dois processos: a. aumento da troca iônicae aumento da atividade da enzima ornitina descarboxilase (ODC) (Rhoads et al.,1997). Outro pesquisador tem sugerido que a glutamina possa ativar a transcriçãode genes pelo aumento da atividade da proteína quinase, a qual ativa amitogênese (Blikslager et al., 1997).

Estudos em nossos laboratórios mostraram que a adição de 1% de L-glutamina na dieta de frangos, a base de milho e farelo de soja, foi capaz deaumentar o tamanho dos vilos, no duodeno e íleo, quando avaliado nos primeiros07 dias de vida do pinto (Tabela 4).

Tabela 4 – Comprimento de vilo, profundidade de cripta e relação vilo/cripta nos segmentos dointestino delgado, em pintos de 07 dias de idade e suplementados com 1% de L-glutamina na ração.

Segmento Inst. Região da Mucosa TratamentosControle 1% L-glutamina

DuodenoVilo (µm) 1060 1139

Cripta(µm) 183 123Vilo/cripta(µm/µm) 5,8 9,5

JejunoVilo (µm) 546 595


ÍleoVilo (µm) 450 505



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Adaptação molecular da mucosa intestinal

Após a perda de grandes áreas na mucosa intestinal responsáveis peladigestão e absorção de nutrientes, seja ressecção de parte do intestino delgadoou pela ação de agentes patogênicos, o epitélio remanescente torna-sehiperplásico com maior altura de vilo e profundidade de cripta (Dowling, 1992;Porus, 1965). A produção de células na cripta aumento e o mesmo ocorre com onúmero de células que compõem o vilo, sendo que este processo apresentavelocidade considerável. Assim, devido ao aumento da mucosa intestinal, ointestino como um todo apresenta maior capacidade de absorção de nutrientes eeletrólitos (Dowling, 1992; Dowling & Booth, 1967; Williamson et al., 1978a,b).Apesar do mecanismo proliferativo da mucosa ter sido mostrado já faz algumtempo, o status de diferenciação celular das células epiteliais (novos enterócitos)tem sido assunto de muitos estudos, e ainda não se encontra elucidado. Acapacidade destes novos enterócitos em responder de forma aguda, ou seja,apresentarem “capacidade absortiva precoce” é assunto sob investigação.

Trabalhos têm sugerido que a proliferação celular na cripta determina oaparecimento de “enterócitos imaturos” que apresentam baixa capacidadeabsortiva, bem como reduzida atividade das enzimas na bordadura em escova(Buts et al., 1987; Gleeson et al., 1972; Menge & Robinson, 1978). Outrospesquisadores já evidenciaram que a resposta dos novos enterócitos à ressecçãoou lesão da mucosa é mais complexa (Albert & Young, 1992; Chaves et al., 1987;Dowling, 1992). Por exemplo, a atividade de certas enzimas de membranaestariam aumentadas nestas células (Dowling, 1992).

A forma de elucidar estes mecanismos está sendo possível através detécnicas que envolvam a expressão de genes responsáveis pela síntese deproteínas (enzimas) as quais atuam como enzimas digestivas ou transportadoresde membrana. Assim, a análise molecular da resposta enterocítica poderáresponder de forma confiável aos processos da diferenciação dos enterócitos nosdiferentes segmentos do intestino delgado ou ceco das aves.

Estudos recentes sobre os mecanismos moleculares da adaptação dosenterócitos têm sido publicados. Assim, após a ressecção de parte do intestinodelgado, Rubin et al (1996) mostraram que 48 horas após a ressecção, a porçãoremanescente da mucosa intestinal já apresentava no enterócitos um aumento deaté três vezes na expressão de genes responsáveis pelos mecanismos absortivosda mucosa, ou seja, aumento do mRNA de FABP (proteina carreadora de ácidosgraxos) e apolipoproteina A-I (Apo A-I). Estes achados moleculares evidenciamque os enterócitos são capazes de responder de forma aguda às transformaçõesno intestino delgado, em especial a redução da superfície absortiva, através daexpressão de genes que codificam a síntese de proteínas de transporte denutrientes. Estudos de nosso laboratório têm mostrado que a expressão de ODC(ornitina decarboxilase está reduzida durante o jejum alimentar).

O trabalho de Adams et al. (1996) evidencia a adaptação molecular damucosa intestinal quando da afecção com Eimeria acervulina, no que concerne aatividade enzimática. Estes pesquisadores mostraram que ocorre um aumento daatividade da maltase na bordadura em escova do jejuno e íleo de frangosexperimentalmente infectados (Tabela 5). A redução da atividade no duodeno,onde ocorre a lesão foi compensada pelo aumento da atividade da enzima nojejuno e íleo (regiões com ausência de lesão). Este mecanismo compensatório


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parece ser induzido pela presença do alimento que ativa genes que transcrevema síntese da enzima.

Tabela 5 – Efeito da infecção com E. acervulina sobre a atividade da maltase na bordadura emescova da mucosa intestinal de frangos – adaptado de Adams et al. (1996)

Atividade da maltase (U/g de proteína)No de oocistos Duodeno Jejuno Íleo0 143 211 14050.000 91 225 225100.000 87 239 311200.000 68 296 320400.000 39 229 295

Obs: Oocisto de E. acervulina. Atividade da enzima expressa em (µ/g de proteína, sendo que umaunidade (U) é a quantidade de enzima capaz de quebrar 1 mol de substrato/min a 37o C. Maltase– EC 3.2.1.20

O muco é uma glicoproteína insolúvel em água, secretada pelas célulascaliciformes. Quando a mucosa sofre processo de agressão ocorre aumento donúmero de células caliciformes na vilosidade intestinal. A espessura da camadade muco é variável de espécie para espécie, mas tem sido relatado espessuraentre 160 a 650 micrometros. Sua função protetora está relacionada,basicamente, contra a ação mecânica, pois devido a grande aderência àsuperfície, o muco nunca é totalmente removido, mesmo durante a ação de forçasmecânicas vigorosas que ocorrem durante a digestão. Pôr outro lado, aviscosidade é extremamente importante para impedir fraturas na camada demuco, e propiciar o desencadeamento de processos lesivos na mucosa. Tem sidoaceito que o muco protege o epitélio quando da passagem de alimento, e tempoder lubrificante sobre alimentos sólidos.

A camada de muco, tem papel importante, também, na proteção contrainfecções, pois funciona como barreira protetora que impede o contato demicroorganismos com as células epiteliais. O muco do intestino delgado, ceco ecolon/reto contém uma rica população de bactérias e protozoários, as quais ligam-se às glicoproteínas e não sofrem aderência à mucosa. Os componentes damucina, funcionam como falsos receptores para os microorganismos, fazendocom que os mesmos sejam envoltos pela camada de muco e não expressandosua capacidade patogênica.

É importante salientar que as células caliciformes, produtoras de muco,aumentam suas descargas e depletam-se de secreção durante um processoinfeccioso no intestino delgado. Esta atividade aumentada parede ser devido aação de enterotoxinas que estimulam a atividade secretória das célulascaliciformes. Este mecanismo parece estar associado à tentativa das célulasepiteliais em proteger a mucosa dos agentes patogênicos.Situações em que a camada de muco é reduzida, como jejum, alterações de dietaou uso de antibióticos, podem ocasionar redução da camada protetora de muco e,propiciar a ação de bactérias e protozoários patogênicos que causam lesões nascélulas, destruindo a mucosa.

Microflora intestinal

A microbiota intestinal das aves é composta de inúmeras espécies debactérias, formando um sistema complexo e dinâmico. Aquelas que colonizam otrato intestinal no início, tendem a persistir ao longo da vida da ave, passando a


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compor a microbiota intestinal. A formação desta microbiota se dá imediatamenteapós o nascimento das aves e aumenta durante as primeiras semanas de vida,até se tornar uma população predominantemente de bactérias anaeróbicas. Osprincipais gêneros identificados são: Bacillus, bifidobacterium, clostridium,enterobacter, lactobacillus, fusubacterium, escherichia, enterococcus,streptococcus. No entanto, Apajalahti et al. (2004) utilizando técnicas de DNAmicrobiano encontraram que 90% das bactérias encontradas no tratogastrintestinal das aves são desconhecidas. Com relação a densidade, recentesdados mostram que o número de bactérias pode alcançar 10 11 e 10 9 por gramade conteúdo cecal e ileal, respectivamente, durante os primeiros 3 dias poseclosão, permanecendo relativamente estável nos próximos 30 dias (Apajalahti etal., 2004).

O número e composição dos microorganismos da microflora intestinal dasaves varia consideravelmente ao longo do TGI. No inglúvio existe apredominância de lactobacilos, que produzindo ácido lático e acético reduzem opH, impedindo o crescimento de bactérias. O pH no proventrículo e moela éextremamente baixo, e poucas bactérias são capazes de tolerar este ambiente.No duodeno, o pH é neutro e os microorganismos colonizam este segmento dointestino delgado, bem como o jejuno e íleo. O ceco é reconhecido como osegmento de maior colonização de microorganismos, sendo que grande númerode bactérias Gram positivas e negativas estão presentes neste local.

As bactérias no TGI podem encontrar-se, tanto associadas intimamente como epitélio, ou livres na luz intestinal. As bactérias livres devem multiplicar-serapidamente para compensar a eliminação pelo peristaltismo intestinal ou aindaagregar-se às demais bactérias que se encontram aderidas na mucosa intestinal.

Esta variada composição da microflora intestinal pode ser tanto benéficaquanto maléfica para o hospedeiro, dependendo da natureza e da quantidade demicroorganismos. Os efeitos maléficos seriam: diarréia, infecções, distúrbioshepáticos, carcinogênese, putrefação intestinal, redução da digestão e absorçãode nutrientes. Já, os benefícios estariam vinculados à inibição do crescimento debactérias patogênicas, estímulos ao sistema imune, síntese de vitaminas, reduçãoda produção de gases e melhor digestão e absorção dos nutrientes.

A concepção de que o desenvolvimento de microflora poderia levar aprejuízos em lotes de frangos, seja pela concorrência pelo alimento ou devido alesões provocadas diretamente na mucosa intestinal pelas bactérias patogênicas,levou a utilização de aditivos - os antibióticos, os quais foram erroneamentedenominados de promotores de crescimento. Entretanto, com a preocupação deque estes aditivos possam induzir resistência a patógenos importantes para osseres humanos, muitos países estão proibindo, ou em fase de proibição, dautilização dos mesmos em ração para frangos. Assim, algumas alternativas têmsido buscadas para promover o equilíbrio na microbiota intestinal dos frangos, afim de obter um bom desempenho produtivo, sem riscos para a saúde humana.Trabalhos têm mostrado que é possível estabelecer um sistema de proteção damucosa intestinal, com proteção contra microorganismos patogênicos, e comoconseqüência manutenção da homeostase do TGI dos frangos. Os mecanismospode-se reduzir ou excluir o crescimento de patógenos são classificados emquatro categorias:


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a) criação de um ambiente hostil a outras bactérias;b) eliminação da viabilidade de sítios receptores de outras bactérias;c) produção de secreções que têm ação antimicrobiana;d) competição por nutrientes na luz do intestino.

Como as bactérias derem à mucosa intestinal

Existe ainda um prolongamento polissacarídeo do enterócito que penetra nolúmen intestinal constituindo no chamado glicocalix ou fimbria. Esta estruturatem funções importantes, sendo uma delas a manutenção da camada aquosapróxima à mucosa intestinal, em pH neutro, que permite a ação de enzimas demembrana. Outra função do glicocalix está associada à presença de receptoresque são capazes de ligar-se à bactérias patogênicas e não patogênicas(queexpressam fimbria ou glicocalix), e neste sentido manter a sanidade da mucosaintestinal.

As bactérias têm capacidade de aderir tenazmente à superfícies maisestranhas, desde o esmalte dos dentes, pulmões, intestino e até a uma rochasubmersa em um rio. Este processo de aderência é feito através depolissacarídeos - moléculas de açúcares ramificados, que se estendem da paredeexterna da bactéria formando uma estrutura – glicocalix ou fimbria, que envolve acélula ou mesmo uma colônia de bactérias. A aderência das bactérias mediadaspelo glicocalix é que determina a localização das mesmas nos diferentesambientes, e é o maior determinante do início do processo de progressão dasdoenças bacterianas.

É interessante salientar que a demonstração da presença do glicocalix –polissacarideos, nas bactérias somente foi feita em 1969 pelos pesquisadoresIvan L. Roth, na Universidade da Geórgia – USA e Ian W. Sutherland, daUniversidade de Edinburgh – Escócia. Desde esta época, estudo têm mostrado aimportância dos polissacarídeos (glicocalix) na aderência das bactérias aosdiferentes sistemas orgânicos e inorgânicos. É interessante salientar, ainda, que anatureza química do glicocalix pode sofrer alterações, em função da composiçãode açúcares que compõem os polissacarídeos.

Pesquisadores mostraram, também, que os microorganismos quando emmeio de cultura não produzem o glicocalix, aparentemente utilizando as reservaspara multiplicação, e não aderência, a qual não é necessária nestascircunstâncias.

Considerando que os enterócitos no intestino delgado também apresentamseu glicocalix, a colonização pôr bactérias nos diferentes segmentos parece estarna dependência da aderência do glicocalix de uma bactéria com o glicocalix doenterócito. Este mecanismo parece ser aquele que regula todo o processo decolonização das bactérias no intestino delgado e ceco dos frangos, na fase pós-eclosão. Foi mostrado, que o elo de ligação entre o glicocalix, em muitos casos,pode ser uma proteína denominada de lectina, a qual se liga especificamente aum polissacarídeo com estrutura molecular peculiar.

Pesquisas têm sugerido que o posicionamento do glicocalix não apenas atuacomo um sistema de aderência da bactéria ao enterócito, mas pode armazenas econcentrar as enzimas digestivas produzidas pelas bactérias, enzimas estas queatuam diretamente sobre a mucosa do hospedeiro liberando substratosimportantes para a sobrevivência e multiplicação do microorganismo. Nestesentido, a estrutura do glicocalix funciona como um reservatório de nutrientes


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para as bactérias. Outra função relevante do glicocalix é a de proteção, pois asbactérias estão sendo constantemente submetidas a estresses, pôr exemplo,outras bactérias, virus, íons e moléculas deletérias.

A aderência à mucosa intestinal parece, portanto, o mecanismo chave dacolonização das bactérias patogênicas, e seus efeitos nocivos sobre a saúdeintestinal. Assim, processos que possam prevenir a aderência das bactérias sãoeficazes em reduzir a colonização pôr patógenos, nos segmentos do TGI. Trêsprocedimentos são propostos para reduzir a aderência bacteriana:a. promover a quebra dos mecanismos que sintetizam o glicocalix,

principalmente pela inibição da polimerase bacteriana que estabelece os elosde ligação dos açúcares no polissacaride;

b. desenvolver compostos que ocupam e bloqueiam o loco ativo de ação dalectina, que liga os glicocalix da bactéria com o do enterócito;

c. estabelecer bloqueio dos receptores nas células hospedeiras, evitando assima ligação do glicocalix bacteriano com o glicocalix do enterócito.Dentre as propostas acima, o uso de oligossacarídeos (frutoligossarides e

mananoligossacarides), que fazem parte dos chamados prebióticos parecem serefetivos em reduzir colonização, pois atuam inibindo a aderência das bactérias aoenterócito, através da ligação com o glicocalix. A exclusão competitiva, assuntoque será discutido em outra palestra deste Simpósio, também tem como princípioa aderência de bactérias não patogênicas, a sítios de ligação dos enterócitos(glicocalix) nos diferentes segmentos do TGI.

Probióticos, prebióticos e simbióticos sobre o desempenho de frangos

Na avicultura de corte moderna o que se busca atualmente através dodesenvolvimento de novas técnicas de manejo, uso de tecnologia moderna,controle sanitário e constante melhoramento genético é, indubitavelmente aredução nos custos de produção e o aumento da produtividade. Portanto, porvários anos o setor avícola lançou mão de algumas ferramentas que foramresponsáveis pelo maior crescimento e rendimento dos animais, dentre elas, oschamados aditivos que têm sido utilizados em rações com a finalidade demelhorar o processo digestivo e promover melhor desempenho zootécnico dasaves.

Entre os aditivos mais empregados para promover o crescimento estão osantibióticos, que representam um grupo de compostos com estrutura químicaheterogênea e com propriedades físico-químicas e espectros de ação diferentes,tendo como único ponto comum a capacidade antibacteriana. Além disso,segundo Vassalo et al. (1997), os antibióticos são adicionados às dietas com ointuito de controlar os agentes prejudiciais ao processo digestivo e propiciar osefeitos benéficos na absorção de nutrientes. No entanto, o uso indiscriminado dosantibióticos pode resultar no desenvolvimento de populações bacterianas compossível resistência, dificultando assim o seu uso (Fuller, 1989). Além disso,podem quebrar a simbiose entre a microbiota desejável e o animal (Mulder, 1991).Podem também se acumular nos tecidos animais e estes, ao serem ingeridos,podem causar uma resistência da microbiota humana ao antibiótico utilizado, eainda causar resistência cruzada às terapias antibióticas em humanos e outrosanimais (Kelley et al., 1998).

Sensibilizados com os problemas relatados acima, pesquisadores de todas


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as partes do mundo passaram a procurar outras alternativas, pois a pura esimples retirada dos antibióticos, como promotores de crescimento, causariasérios problemas na produção da proteína animal, devido à queda nodesempenho. Uma alternativa seria o uso dos probióticos, não como substitutosdos antibióticos, mas sim, como uma alternativa eficaz e econômica para que osantibióticos sejam utilizados quando realmente necessários. Entretanto devido auma série de fatores que afetam a ação desses produtos, os resultados doexperimentos até então obtidos são contraditórios, necessitando, portanto, de ummaior esclarecimento sobre seus reais efeitos no intuito de assegurar futuramentesua utilização como alternativa aos tradicionais promotores de crescimento.

De acordo com Hasler (1998) e Young (1998) o mercado de probióticos émais desenvolvido na Europa, onde um número muito grande de produtos estãodisponíveis, gerando uma renda anual estimada em 2 milhões de dólares. Já nosEUA, a curiosidade sobre a bactéria probiótica ocasionou um rápido crescimento(22%) em torno do mercado desses produtos (Sanders, 1998).

A primeira informação sobre leites fermentados (um exemplo de probiótico)influenciando a saúde foi reconhecida por Metchnikoll (1907), baseado nalongevidade dos camponeses da Bulgária, que consumiam grandes quantidadesde leite fermentados com Lactobacillus acidophilus. Esta longevidade foi atribuídaà baixíssima incidência de câncer de cólon e a proteção contra infecçõesgastrintestinais ao consumo de grandes quantidades de leite fermentado porbactérias produtoras de ácido láctico. Em 1960, Richard Parker usou pela primeiravez o termo “probiótico”, que significa “a favor da vida”. A partir daí, enfatizou-seos estudos sobre a população de microrganismos não patogênicos presente notrato digestório, tanto dos animais domésticos como dos seres humanos (Jin etal., 1997).

O conceito moderno de probiótico foi definido pôr Fuller (1989) como sendo“um suplemento alimentar constituído de microorganismos vivos capazes debeneficiar o hospedeiro através do equilíbrio da microbiota intestinal”.Posteriormente, o mesmo autor considerou que para serem considerados comoprobióticos, “os microorganismos deveriam ser produzidos em larga escala,permanecerem estáveis e viáveis em condições de estocagem, serem capazes desobreviver no ecossistema intestinal e possibilitar ao organismo os benefícios desua presença”. Há probióticos com diferentes composições de microrganismos e,mesmo os que possuem a mesma espécie, as cepas podem ser diferentes. Aeficácia do probiótico é estritamente dependente da quantidade e característicasdas cepas do microrganismo utilizado na elaboração do aditivo alimentar (Tornut,1998).

A ação benéfica dos probióticos de uso em avicultura se faz em duas açõesprincipais: 1- determinando melhores índices zooeconômicos, maiorprodutividade, aumento no ganho de peso e melhor conversão alimentar e 2-redução da colonização intestinal por patógenos (Silva, 2000).

O mecanismo de ação dos probióticos estão relacionados a competição porsítios de ligação ou exclusão competitiva, ou seja, as bactérias probióticasocupam o sítio de ligação (receptora ou pontos de ligação) na mucosa intestinalformando uma barreira física às bactérias patogênicas. Assim, as bactériasseriam excluídas por competição de espaço. Fímbrias são os elementos deaderência bacteriana mais conhecidas e estudadas. São estruturas como “pêlos”compostos por fosfoglicoproteínas que se projetam do corpo bacteriano. Seusreceptores são específicos e se diferem entre espécies de aves e as diferentes


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porções anatômicas, ao longo do trato intestinal. Algumas bactérias somente seaderem à superfície superior dos enterócitos, enquanto que outras residem nascriptas onde são produzidas as novas células epiteliais que migram até o topo dasvilosidades. (Dobrogosz et al., 1991 e Tornut, 1998).

Além disso, verificou-se a competição por nutrientes – as bactérias dosprobióticos se nutrem de ingredientes parcialmente degradados pelas enzimasdigestivas normais das aves. A competição por nutriente não ocorre entre a ave ea bactéria, mas sim entre as bactérias intestinais por seus nutrientes específicos.

Também foram relatados que os probióticos realizam a produção desubstâncias antibacterianas (ácidos orgânicos e bacteriocinas) e enzimas; comotambém o estímulo ao sistema imune – as bactérias probióticas têm capacidadede respostas imunes sistêmicas aumentado o número e atividade de célulasfagocíticas do hospedeiro. As aves possuem acúmulos de tecido linfáticoespalhados ao longo do trato intestinal que são as placas de Peyer, tonsilascecais, além da Bolsa de Fabrícius. Esses tecidos captam antígenosdisponibilizados no trato digestório, que estimulam as células B precursoras deIgA e, células T colaboradoras das placas de Peyer, para desenvolvimento deuma imunidade geral e inespecífica. Pelo estímulo imunológico da mucosa, ocorreprodução de anticorpos tipo IgA, que bloqueiam os receptores e reduzem onúmero de bactérias patogênicas na luz intestinal. Além disso, produzem ativaçãode macrófagos e proliferação de células T (Silva, 2000)

As bactérias probióticas também protegem os vilos e as superfíciesabsortivas contra toxinas irritantes produzidas pelos microrganismos patogênicos,permitindo, assim, a regeneração da mucosa intestinal lesada (Dobrogosz et al.,1991).

O modo de administração dos probióticos pode ser o mais variado possível,utilizando-os em curtos períodos ou continuamente, de acordo com a finalidade,como por exemplo reduzir ou limitar a população de enterobactérias patogênicas,permitindo assim uma melhor absorção dos nutrientes e, conseqüentementeestimulando o crescimento e a produção das aves (Dale, 1992). Têm-se relatadoque a administração precoce de probióticos para neonatos diminuíram os índicesde mortalidade e para aves jovens, melhoraram o seu desempenho (Fox, 1988 eEdens et al., 1997). De acordo com Tibiletti (1993), em casos de diminuição dasdefesas orgânicas, o uso do probiótico pode ser vantajoso pela normalização daflora intestinal e pelo aumento da resistência das aves ao estresse.

Jin et al. (1998) forneceram na dieta de frangos 0,05, 0,10 ou 0,15% de umacultura contendo 12 estirpes de quatro espécies de bactérias aderentes (L.acidophilus, L. fermentum, L. crispatus e L. brevis) isoladas de intestinos de avese contendo 109 células/g. Melhora significativa foi encontrada no desempenhocom a utilização de 0,105 de cultura de Lactobacillus sp., sendo esta melhoriaatribuída a capacidade de colonização das bactéria, que tinham forte aderênciaao epitélio, sendo resistentes à bile e à acidez do TGI.

Os prebióticos são “ingredientes alimentares que não são digeridos naporção proximal do TGI de monogástricos, e que proporcionam efeito benéficohospedeiro pôr estimular seletivamente o crescimento e/ou metabolismo de umlimitado grupo de bactérias no cólon” (Gibson & Roberfroid, 1995). Outro aspectoimportante é que, para ser considerado um prebiótico, “o ingrediente não pode serhidrolisado ou absorvido no intestino anterior (intestino delgado), seja umsubstrato seletivo para um determinado grupo de bactérias comensais benéficas,seja capaz de alterar de forma benéfica a microbiota intestinal e induza efeitos


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luminais ou sistêmicos que sejam benéficos ao hospedeiro” (Gibson & Roberfroid,1995). Assim, carboidratos não digeríveis como oligossacarídeos, algunspeptídeos e lipídeos não digeríveis podem ser considerados como prebióticos.Entretanto, as substâncias que têm sido mais estudadas como aditivos emalimentação animal são os oligossacarídeos, especialmente os frutoligos-sacarídeos (FOS), glucoligossacarídeos (GOS) e mananoligossacarídeos (MOS).FOS são polímeros ricos em frutose, podendo ser naturais, derivados de plantas(inulina) ou sintéticos, resultante da polimeração da frutose (Gibson eRoberfroide,1995). GOS e MOS são obtidos a partir de parede celular deleveduras. A parede celular de leveduras consiste principalmente de proteína ecarboidrato, a qual contém os dois principais açúcares (glucose e manose) emproporções semelhantes e N-acetilglucosamina. O MOS, usado como aditivo derações, consiste de fragmentos de parede celular de Saccharomyces cerevisaecom uma estrutura complexa de manose fosforilada, glucose e proteína (Spring,1996). A alteração da microbiota intestinal causada pelo uso de prebióticos podeocorrer de duas maneiras: através do fornecimento de nutrientes para asbactérias desejáveis ou através do reconhecimento, pelas bactérias patogênicas,de sítios de ligações nos oligossacarídeos como sendo da mucosa intestinal,reduzindo a colonização intestinal indesejável, resultando em menor inicidênciade infecções e melhor integridade da mucosa intestinal, tornando esta à paraexercer suas funções (Iji e Tivey, 1998).

Para que as bactérias consigam colonizar o trato intestinal e criar umacondição patológica, precisam inicialmente aderir-se à superfície epitelial. Estaadesão ocorre através de glicoproteínas (lectinas ou fímbrias) que reconhecemdeterminados açúcares da superfície do epitélio intestinal. Portanto, se eles seligarem a um açúcar ou oligossacarídeo dietético, e não à mucosa intestinal, irãopassar com a digesta sem causar problemas digestivos para os animais. Destaforma, os mananoligossacarídeos são capazes de bloquear a aderência dospatógenos e evitar a colonização (Collett, 2000; Close, 2001).

Recentes estudos em nossos laboratórios mostraram os efeitos da adiçãode parede celular de S. cerevisiae, a qual é constituida de mananoligossacaríde(MOS) sobre o desenvolvimento da mucosa intestinal de frangos (Tabelas 6 e 7).Os resultados mostram que a adição deste prebiótico na ração de frangos temefeito sobre o desenvolvimento das vilosidades intestinais, com aumentosignificativo (P < 0,05) da altura do vilo, nos 03 segmentos do intestino delgado,sendo este efeito mais acentuado na primeira semana de vida do frango.Contudo, o ganho de peso das aves tratadas com parede celular de S. cerevisiaemostraram-se maior (P < 0,05) aos 42 dias de idade, quando comparada com osfrangos não tratados com este prebiótico.


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Tabela 6 – Altura do vilo (AV), profundidade da cripta (PC) e relação vilo/cripta (V/C) no duodeno,jejuno e íleo de frangos tratados e não tratados com prebiótico, aos 07 dias de idade.

TratamentosControle 0,1% Prebiótico* 0,2% Prebiótico

DuodenoAV (µm) 856±41b 985±49ab 1040±111a

PC (µm) 55±7 68±9 61±3V/C(µm/µm) 15±2 15±1 17±2JejunoAV (µm) 392±50b 507±22a 496±38a

PC (µm) 58±7b 55±4b 39±2a

V/C(µm/µm) 7±0,3c 9±0,6b 13±0,9a

ÍleoAV (µm) 325±52b 413±47a 422±29a

PC (µm) 42±4 51±7 53±9V/C(µm/µm) 8±0,9 8±1,4 8±1,5

*O prebiótico utilizado foi parede celular de S. cerevisiae (Pronady 500), da empresa PRODESAS/A.Médias seguidas de letras diferentes nas linhas, diferem entre si P < 0,05.

Tabela 7 – Consumo de ração (CR), ganho de peso (GP) e conversão alimentar (CA) de frangos tratados ou não com prebiótico na ração até 42 dias de idade.

Parâmetros TratamentosControle 0,1% Prebiótico* 0,2% Prebiótico

Cons. de ração (g) 4.198±64 4.272±31 4.244±29Ganho de peso (g) 2450±12b 2.538±20ab 2.590±8a

Conv. alimentar 1,712±0,08 1,684±0,06 1,639±0,04*O prebiótico utilizado foi parede celular de S. cerevisiae (Pronady 500), da empresa PRODESAS/A.Médias seguidas de letras diferentes nas linhas, diferem entre si P < 0,05.

O uso de simbióticos, ou seja, associação de prebióticos e probióticostambém pode ser uma alternativa interessante no sentido de melhorar a sanidadedo intestino delgado e ceco dos frangos, através dos mecanismos fisiológicos emicrobiológicos acima discutidos. Assim, em um experimento, recentementeutilizado em uma granja comercial (FRANGO SERTANEJO) foi testada aeficiência de utilização de simbióticos na ração de frangos. Os resultados sãomostrados na Tabela 8, e evidenciam uma melhora no ganho de peso econversão alimentar dos lotes tratados com simbióticos.

Tabela 8 – Consumo de ração (CR), peso final (PF), conversão alimentar (CA) e conversãoalimentar corrigida (CAC) nos diferentes tratamentos.

Parâmetros TratamentosControle Prebiótico* Simbiótico**

Cons. Ração (g) 4.849 5.034 5.188Peso final (g) 2.432 2.531 2.580Conv. alimentar 1,994 1,989 2,011Conv. Alim. corrigida 2,249 1,878 1,714

* Prebiótico utilizado foi parede celular de S. cerevisiae (PRONADY 500), da empresa PRODESAS.A, sendo adicionado 0,2% do produto na ração** O probiótico utilizado foi B. subtilis (Calsporin) da empresa FATEC, sendo adicionado 0,2% doproduto na ração.


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Outros aditivos promotores de crescimento podem serem utilizados paraaves como o exemplo dos acidificantes orgânicos ou ácidos orgânicos. O termo éutilizado para ácidos graxos voláteis, de cadeia curta, eventualmente chamadosde fracos. Os ácidos orgânicos mais utilizados como aditivos para frangos decorte são o acético, propiônico, butírico, fórmico, fumárico e cítrico. A promoçãode crescimento determinada pelo uso de ácidos orgânicos pode ser devido a umefeito inibidor do desenvolvimento e proliferação de enterobactérias no tratodigestório; redução do pH na parte superior do intestino delgado; potencializaçãodos ganhos nutricionais das dietas promovendo um aumento de disponibilidadede nutrientes (Gonzales e Sartori, 2001).

O intestino delgado atua como uma interface entre o ambiente interno e oexterno dos frangos de corte e a sua mucosa intestinal encontra-se em umacondição dinâmica. O processo normal de renovação celular é decorrente de doiseventos citológicos primários associados: renovação celular (proliferação ediferenciação), resultante das divisões mitóticas sofridas por células totipotenteslocalizadas na cripta e ao longo dos vilos (Uni et al., 1998) e perda de células pordescamação, que ocorre naturalmente no ápice dos vilos. A manutenção donúmero de células e da capacidade funcional do epitélio intestinal é asseguradapelo equilíbrio entre estes dois processos (perda e proliferação celular). Porémquando o intestino responde a algum agente estimulador, a favor de um deles,deve ocorrer uma modificação na altura dos vilos (Uni et al., 2000).

Portanto, se ocorre aumento na taxa de mitose com ausência, diminuição oumanutenção da taxa de extrusão, deverá haver um aumento no número decélulas e, consequentemente, observa-se maior altura dos vilos com ou sempregueamento da parede dos mesmos, e aumento na densidade de vilos emicrovilos. Se o estímulo levar a uma maior taxa de extrusão, havendomanutenção ou redução na taxa de proliferação, o intestino deverá respondercom uma redução na altura dos vilos e, consequentemente, redução na taxa dedigestão e absorção (Macari, 1995). Se o vilo reduz o seu tamanho emdecorrência do aumento da taxa de perda celular, conseqüentemente ocorrerá umaumento na produção de células da cripta e, geralmente, aumento daprofundidade da cripta. Em frangos de corte, o tempo necessário para arenovação celular é de 72 a 96 horas. Em comparação ao ciclo de vida atualdesta ave, este tempo se torna relativamente longo, aproximadamente 10%(Macari et al., 1994).

Alguns trabalhos têm mostrado as vantagens em se utilizar probióticos sobrea integridade do TGI, dentre eles Dobrogosz et al. (1991), onde adicionaramLactobacillus reuteri na ração de aves observaram maior comprimento eprofundidade da cripta, indicando o benefício da utilização de probióticos sobre aintegridade da mucosa. Loddi (1998)observou que as vilosidades intestinais semantiveram íntegras apenas com o uso de aditivos na dieta (antibióticos eprobióticos), uma vez que o intestino delgado de frangos não suplementadoscoma aditivos, independente de sua porção, apresentou vilosidades alteradas emsua forma e integridade, principalmente no duodeno.

Outros estudos mostraram o efeito da adição de parede celular deSacharomyces cerevisiae sobre a mucosa intestinal. Os resultados mostram quehouve um aumento significativo na altura dos vilos nos três segmentos dointestino delgado, sendo este efeito mais acentuado na primeira semana de vida(Macari & Maiorka, 2000). Bradley et al. (1994) ao suplementarem a dieta defrangos com 0,02% de Saccharomyces cerevisiae var. boulardii relataram


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mudanças no peso corporal e na morfologia ileal com diminuição das célulasglobet e profundidade de cripta. Spring et al. (2000) mostrou que o uso demananoligossacarídeo como aqueles derivados da parede celular deSaccharomyces cerevisiae adicionado na dieta de frangos de corte reduziu aconcentração de Salmonella typhimurium 29E no ceco.

Santin et al. (2001) testando diferentes concentrações de parede celular deSaccharomyces cerevisiae (0,0; 0,1 e 0,2%) adicionada à ração de frangos decorte, demonstraram aumento do ganho de peso no período experimental total(42 dias) e aumento da altura dos vilos no intestino dos frangos aos 7 dias deidade suplementadas com 0,02%. (Tabela 9). Em um outro experimento, osfrangos que receberam ração com parede celular de Saccharomyces cerevisiae a0,2% também mostraram aumento do ganho de peso e conversão alimentar. Osautores atribuíram essa melhora ao efeito trófico desse produto na mucosaintestinal devido ao aumento da altura dois vilos do intestino, principalmentedurante os primeiros 7 dias de vida dos pintos.

Tabela 9. Altura de vilo (µm) e profundidade de cripta (µm) das porções do intestino delgado(duodeno, jejuno e íleo) de frangos de corte com diferentes idades, alimentados comparede celular de Saccharomyces cerevisiae.

Tratamento* Altura de vilo (µµµµm) Profundidade de cripta (µµµµm)7 dias de idade

Duodeno Jejuno Íleo Duodeno Jejuno Íleo0 % 856b 392b 325b 55 58b 420,1 % 985ab 507a 413a 68 55b 510,2 % 1.040a 496a 422a 61 39a 53

28 dias de idade0 % 1.356 1.124 730 77 62 480,1 % 1.356 1.226 789 82 62 470,2 5 1.346 1.166 810 80 70 48

42 dias de idade0 % 1.370 1.013 816 89 79 680,1 % 1.270 1.092 813 88 76 640,2 % 1.271 1.077 813 93 74 64

* Parede celular de Saccharomyces cerevisiae.Adaptado de Santin et al. (2001).

O epitélio intestinal age como uma barreira natural contra bactériaspatogênicas e substâncias tóxicas no lúmem intestinal. Distúrbios na microfloranormal ou nas células epiteliais intestinais, causados por algum tipo de estresseou patógenos, podem alterar a permeabilidade desta barreira natural, facilitando ainvasão de patógenos *e outras substâncias nocivas. Diferentes aditivosalimentares podem melhorar o desempenho animal, melhorando a eficiênciaenergética no intestino (Dobrogosz et al., 1991; Bradley et al., 1994; Spring 1996e Savage et al., 1997).

Loddi (2003) avaliando o efeito da adição de MOS e acidificante orgânicosobre o desempenho e desenvolvimento da mucosa do intestino delgadoobservou que a suplementação com o MOS melhorou a conversão alimentar eaumentou a altura e perímetro de vilos e a adição de MOS+acidificante orgânicoaumentou a porcentagem de células caliciformes no duodeno dos frangos com 21dias de idade (Tabela 10). No final do período experimental (42 dias) também foiobservado que a adição de qualquer promotor de crescimento não afetou odesempenho e a morfometria intestinal dos frangos de corte.


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Tabela 10. Valores médios da altura de vilo (AV), profundidade de cripta (PC), perímetro do vilo(PV) e porcentagem de células caliciformes (CCa) no intestino delgado de frangos decorte aos 21 dias de idade

DuodenoTratamentos AV (µm) PC (µm) PV (µm2) CCa (%)Controle 960,44ab 83,86 1785,03a 15,25a

MOS 1485,89b 87,98 3137,97b 17,80ab

MOS+Acidificante 773,06a 87,73 1601,32a 30,70b

CV (%) 29,68 10,70 28,59 38,45Jejuno

Tratamentos AV (µm) PC (µm) PV (µm2) Cca (%)Controle 901,15 82,04 2118,70 18,45MOS 961,44 98,02 2121,33 23,90MOS+Acidificante 734,66 73,37 1705,82 25,40CV (%) 20,92 14,65 29,29 17,05

ÍleoTratamentos AV (µm) PC (µm) PV (µm2) CCa (%)Controle 678,41 79,99 1544,64 22,40MOS 696,12 91,45 1497,48 24,95MOS+Acidificante 811,03 80,82 1871,87 34,20CV (%) 16,11 11,09 14,83 20,71

a, b Médias seguidas de letras diferentes na coluna diferem entre si (P<0,05).Loddi (2003).

Loddi (2003) analisou a densidade dos vilos do intestino delgado e ascaracterísticas de uniformidade do vilo, integridade da mucosa, organização dosvilos e presença de muco e bactérias fusiformes na superfície do epitélio dointestino delgado (Tabelas 11 e 12) de frangos de 21 dias suplementados eobservaram que adição de MOS associado ou não a acidificantes orgânicos nãoinfluenciou a densidade de vilos em nenhuma porção do intestino delgado. Osautor concluiu que a suplementação de MOS reduziu a presença de muco noduodeno e pode ter ocorrido o mecanismo de exclusão competitiva, pela reduçãodo número de bactérias fusiformes no íleo e que a adição demananoligossacarídeo associado ou não a acidificantes orgânicos não mostrouuma ação trófica em nenhuma porção do intestino delgado em frangos aos 21dias.

Tabela 11. Densidade de vilos (número de vilo/1.145.306 µm2) por segmento de intestino delgado de frangos aos 21 dias de idade submetidos a diferentes tratamentos.

Tratamentos Duodeno Jejuno ÍleoControle * 41,66 55,22MOS 31,66 62,17 57,33MOS+Acidificante 38,22 48,56 65, 67CV (%) 19,21 27,00 33,26

*Não foi possível realizar esta avaliação devido a grande quantidade de muco existente nos vilos.Loddi (2003).


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Tabela 12. Escores das variáveis de morfologia intestinal de frangos de corte suplementados comMOS e MOS+acidificante orgânico aos 21 dias de idade, pela técnica de microscopiaeletrônica de varredura.

Tratamentos Muco Uniformidade Integridade Organização BactériaFusiforme

DuodenoControle 3,30b 1,88 2,42 1,44 1,00MOS 1,66a 1,52 1,16 1,35 1,00MOS+Acidificante 2,27ab 1,58 2,00 1,66 1,00CV (%) 34,44 12,86 58,05 14,70JejunoControle 1,81a 1,67 1,85 1,54 1,04MOS 2,04ab 1,44 1,08 1,79 1,00MOS+Acidificante 3,13b 1,33 1,27 1,91 1,02CV (%) 23,35 17,07 23,39 17,97 5,51ÍleoControle 2,73 1,47 1,31 1,64 2,43b

MOS 1,86 1,55 1,00 1,77 1,30a

MOS+Acidificante 2,00 1,71 1,50 1,50 2,46b

CV (%) 22,52 19,79 26,77 20,25 25,12a, b Médias seguidas de letras diferentes na coluna diferem entre si (P<0,05).Loddi (2003).

Em um outro estudo, Loddi (2003) avaliou o efeito da inclusão de Bacillussubtilis, Lactobacillus johnsonii, L. reuteri, mananoligossacarídeo e lactose emdietas de frangos de corte e concluiu que não ocorreu ação isolada ou combinadados probióticos e prebióticos no desempenho (Tabela 13), rendimento de carcaçae contagem microbiológica nos frangos de corte. A densidade de vilos do íleoaumentou com a adição de mananoligossacarídeo e lactose (Tabela 14).

Tabela 13. Desempenho de frangos de corte suplementados com probióticos1, prebióticos2 e a associação destes em diferentes idades de criação.

GPM (g) CRM (g) CA (g/g) PMORT RMORT3

1 a 21 diasControle negativo 829 1096 1,322 0,00 1,01Probióticos 839 1098 1,303 1,56 1,30Prebióticos 831 1092 1,315 0,78 1,01Probióticos +prebióticos 857 1126 1,315 0,00 0,71CV % 1,86 2,05 2,10 203,67 49,061 a 42 diasControle Negativo 2575 4706 1,849 8,59 2,98Probióticos 2603 4713 1,838 7,03 2,70Prebióticos 2614 4808 1,874 7,81 2,81Probióticos+prebióticos 2581 4828 1,898 7,81 2,85CV % 2,42 2,20 1,14 42,46 20,65

1Calsporin, Bacillus subtillis, e Finelact , Lactobacillus reuteri e L. johnsonii, FATEC.2Simbiotico, 85 % mananoligossacarídeo e 15 % lactose, BIOCAMP.3 O percentual de mortalidade foi transformada em (x+1/100)0,5 antes da ANOVA.Loddi (2003).


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Tabela 14. Densidade de vilos (número de vilo/1.145.306 µm2) por segmento de intestino delgado de frangos aos 21 dias de idade submetidos a diferentes tratamentos.Tratamentos Duodeno Jejuno ÍleoControle Negativo * 41,66 55,22b

Probioticos1 27,33 54,22 60,00b

Prebióticos2 41,33 36,22 81,00a

Probióticos+Prebiótcos 44,33 38,83 65,78b

CV (%) 12,81 21,78 26,67*Não foi possível realizar esta avaliação devido a grande quantidade de muco existente nos vilos.1Calsporin, Bacillus subtillis, e Finelact , Lactobacillus reuteri e L. johnsonii, FATEC.2 Simbiotico, 85 % mananoligossacarídeo e 15 % lactose, BIOCAMP.a, b Médias seguidas de letras diferentes na coluna diferem entre si (P<0,05).Loddi (2003)

Pelicano (2002) testando probióticos via ração e via água para frangos decorte mostrou que aos 42 dias de idade os frangos que receberam probióticosapenas na ração apresentaram maior densidade de vilos em todos os segmentosanalisados em relação ao grupo que recebeu probiótico associado (água + ração)(Tabela 15). Essa menor contagem de vilo, segundo ao autor foi compensadacom uma maior altura de vilo no duodeno (Tabela 16) e um maior perímetro devilo tanto no duodeno quanto no jejuno. Ainda, menores profundidades de criptaforam obtidas com a utilização do probiótico na ração contendo a leveduraSacharomyces cerevisiae.

Tabela 15. Contagem de vilosidade intestinal de frangos de corte alimentados com probióticos na ração e na água de bebida aos 42 dias de idade

Tratamentos Duodeno Jejuno ÍleoProbiótico na ração (R)

Probiótico –1 (1) 17a 28a 38a

Probiótico – 2 (2) 14a 27a 33a

Probiótico –3 (3) 18a 27a 36a

Teste F 1,42 ns 0,05 ns 2,21 nsDMS (5%) 6,33 7,59 7,09

Probiótico na água (A)Sem probiótico 20a 31a 39a

Com probiótico (4) 14b 24b 32b

Teste F 8,09** 7,53 9,07**DMS (5%) 4,27 5,11 4,78

Testemunha x FatorialTestemunha 17a 20a 24a

Fatorial 13a 22a 29a

Teste F 2,65 ns 0,36 ns 2,84 nsDMS (5%) 0,87 ns 0,02 ns 2,20 nsCV (%) 29,18 22,37 16,12

(1) Probiótico adicionado na ração à base de Bacillus subtilis (1010 UFC/g do produto).(2) Probiótico adicionado na ração à base de Bacillus subtilis (1,6 x 109 UFC/g do produto) eBacillus licheniformis (1,6 x 109 UFC/g).(3) Probiótico adicionado na ração à base da levedura Sacharomyces cerevisiae (8 x 109 UFC/gdo produto).(4) (2) Probiótico adicionado na rágua de bebida a base de Lactobacillus reuteri (6,6 x 109 UFC/gdo produto) e Lactobacillus johnsonii (3,3 x 109 UFC/g).Pelicano (2002).


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Tabela 16. Altura de vilo e profundidade de cripta medida nas vilosidades intestinais de frangos de corte alimentados com probióticos na ração e na água de bebida aos 42 dia s de idade

Tratamentos Duodeno Jejuno ÍleoProbiótico na ração (R)

Probiótico –1 (1) 1128,55a 165,64a 954,79a 112,79a 732,37a 114,95a

Probiótico – 2 (2) 1139,40a 152,80a 957,54a 114,03a 692,61a 100,71a

Probiótico –3 (3) 1061,62a 98,85b 917,86a 82,96b 648,54a 76,53b

Teste F 067 ns 24,22** 0,30 ns 23,47** 1,76 ns 15,65**DMS (5%) 182,95 25,68 143,62 12,95 112,86 17,50

Probiótico na água (A)Sem probiótico 1028,25b 140,27a 898,71a 102,67a 726,58a 98,61a

Com probiótico (4) 1191,46a 137,92a 988,08a 103,86a 655,76a 96,18a

Teste F 7,59* 0,08 ns 3,69 ns 0,08 ns 3,75 ns 0,18 nsDMS (5%) 123,23 17,30 96,73 8,72 76,02 11,79

Testemunha x FatorialTestemunha 794,21b 122,51a 928,20a 97,25a 616,95a 88,38a

Fatorial 1109,86a 139,10a 943,40a 103,26a 655,76a 97,40a

Teste F 16,22 ** 2,27 ns 0,06 ns 1,17 ns 2,36 ns 1,45 nsCV (%) 13,63 14,90 12,10 10,03 13,16 14,45

(1) Probiótico adicionado na ração à base de Bacillus subtilis (1010 UFC/g do produto).(2) Probiótico adicionado na ração à base de Bacillus subtilis (1,6 x 109 UFC/g do produto) eBacillus licheniformis (1,6 x 109 UFC/g).(3) Probiótico adicionado na ração à base da levedura Sacharomyces cerevisiae (8 x 109 UFC/gdo produto).(4) (2) Probiótico adicionado na rágua de bebida a base de Lactobacillus reuteri (6,6 x 109 UFC/gdo produto) e Lactobacillus johnsonii (3,3 x 109 UFC/g).Pelicano (2002).

O conceito de simbiótico alia o fornecimento de microrganismos probióticosjuntamente com substâncias prebióticas específicas que estimulem seudesenvolvimento e atividade, potencializando o feito de ambos os produtos(Menten, 2001). O efeito da associação de microbiota cecal com FOS em reduzira quantidade de Salmonella enteritidis no ceco de frangos de 21 dias de idadeinoculados experimentalmente foi demostrado por Fukata et al. (1999). Nos trêsperíodos avaliados o probiótico e o prebiótico reduziram a infecção, mas acombinação teve efeito sinérgico (Tabela 17). Entretanto, a simples inclusão deum nutriente para a microbiota suplementa pode resultar numa associaçãosimbiótica. Foi demostrado que 5% de lactose na ração, que individualmente nãoteve qualquer efeito, aumentou muito a eficácia da microbiota suplementada naprevenção da colonização por Salmonella enteritidis.

Tabela 17. Contagem de Salmonella enteritidis no conteúdo cecal de frangos 9log/g) recebendomicrobiota cecal anaeróbia e prebiótico (FOS) na ração.

Dias após desafio com Salmonella enteritidis1 7 14

Controle 4,31 3,47 1,54Microbiota 4,04 1,83 0,40FOS 2,45 1,76 0,30Microbiota + FOS 1,76 0,45 0,00

Fukata et al. (1999).

A maior parte dos relatos científicos, envolvendo os possíveis substitutosaos antibióticos, consideram que os aditivos alternativos serão aceitos pelaindústria mesmo com toda a controvérsia observada em seus resultadosexperimentais. É de fundamental importância o conhecimento do modo de ação


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dos diferentes aditivos para poder planejar suas possíveis combinações, desdeque atuem em vias complementares. Tais combinações podem trazer benefícios,desde que respeitem a relação custo-benefício sendo que as avaliaçõesrealizadas nas condições da União Européia apontam que o custo da inclusão deaditivos em rações de frangos de corte correspondem de 0,6 a 1,2 % do custo daração para os antibióticos, 2,6% para os prebióticos/probióticos e 1,3% paraaditivos fitogênicos (Menten, 2002).

Não obstante aos problemas relacionados com a eficácia e o tempo deestocagem dos produtos (Jin et al., 1998; Tournut, 1998) os aditivos alternativos,por serem produtos naturais, também se deparam com críticas relacionadas asegurança, havendo necessidade de testes de avaliação e controle de qualidadereferentes ao seu uso (McCartney, 2002).

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