PROFº M Sc. GUILHERME COLLARES

DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO I

COLETA E REMESSA DE AMOSTRAS

COLETA DE AMOSTRAS DE FEZES

Ruminantes e Equinos – coletar 20 – 30 g de fezes diretamente do reto, utilizando luva de procedimento descartável ou saco plástico (para acondicionar material em geladeira), massageando as paredes retais. Essa luva ou saco é invertida, retirado o ar, amarrado, devidamente etiquetado (caneta de retroprojetor) e utilizado como recipiente de transporte.

* Obs.: Caso não seja possível a coleta diretamente do reto, coletar imediatamente após a defecação a porção de bolo fecal que não tenha entrado em contato com o solo.

Amostragem – quantificar o rebanho por categoria animal, coletando 10 animais de cada categoria;

Identificação – todos os dados sobre os animais (espécie, raça, resenha, data, propriedade, última medicação com antiparasitários, etc.).

Cães e Gatos – coletar 5 – 10 g de fezes a partir de superfície limpa (jornal

ou azulejo) sobre a qual o animal tenha defecado. Alternativamente, colher as fezes da porção superior do bolo fecal (que não tenha entrado em contato com o solo). Utilizar saco plástico, devidamente etiquetado.

Identificação – todos os dados sobre o animal (espécie, raça, sexo, idade, data,

propriedade, última medicação com antiparasitários, etc.);

CONSERVAÇÃO DO MATERIAL

Conservação a Frio – armazenar as amostras em sacos plásticos, em isopor com gelo, alternando-se o material em camadas. Podem ser conservadas dessa forma ou em geladeira (sem congelar), por 24 – 48 horas.

Conservação Química – devem ser utilizados quando o tempo decorrente entre a coleta e o processamento do material for superior a 48 horas, ou quando inexistirem condições de conservação a frio. Ovos e larvas de helmintos – formol a 10% ou formol glicerinado (1:1)

5%; Fezes para pesquisa de trofozoítos e cistos de protozoários –

conservadas utilizando-se como conservador o MIF (Líquido Schaudin), na proporção de 1 parte de fezes para 3 parte de conservante. • Solução MIF

• Timerosal1:1000 .................... 200 ml. • Água destilada ........................ 200 ml. • Formol .................................... 25 ml. • Glicerina ................................. 5 ml.

TÉCNICAS DIAGNÓSTICAS COPROPARASITOLÓGICAS

ESQUEMA DE APLICAÇÃO DE TÉCNICAS DIAGNÓSTICAS COPROPARASITOLÓGICAS

FEZES

Observação a olho nu

NEMATÓDEOS

Ovos

Qualitativa Flutuação simples e

sedimentação

Quantitativa OPG

Larvas Técnica de Baermann

CESTÓDEOS Ovos e Proglotes Qualitativa Flutuação simples e

Sedimentação

TREMATÓDEOS Ovos

Qualitativa Sedimentação

Quantitativa Quatro Tamises

TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO

TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO

Todas as técnicas de flutuação, são baseadas no princípio de que os ovos de parasitas são menos densos que o meio fluido de flutuação e então, irão flutuar para o topo do recipiente, onde poderão ser coletados para avaliação microscópica (SLOSS et al., 1999).

Em geral, as técnicas de flutuação funcionam bem para nematódeos, cestódeos e alguns cistos de protozoários, mas falham na flutuação de ovos de trematódeos e distorcem trofozoítos de protozoários;

As principais soluções utilizadas para flutuação são: Solução de NaCl a 30 – 35%; Solução de acúcar – 1 kg para 1 litro de água; Solução de Sulfato de Zinco a 33%; Solução de Açúcar de Sheater – 500g açúcar para 360 ml água.

Flutuação Simples modificada

Técnica de Willis Molley

Técnica de Faust

Técnica de Sheater

TÉCNICAS QUALITATIVAS

Técnica de Flutuação Simples Modificada

Utiliza-se solução saturada de sal ou açúcar. Utilizada para pesquisa de ovos de nematódeos.

Material: Recipiente de plástico ou de vidro (5 cm e boca larga); Tamís ou coador (50 – 100 malhas / polegada); Tubo de ensaio comum e bastão de vidro; Lâmina de vidro e lamínula (32 – 24 mm); Furadeira com broca adaptada para homogeneização das fezes.

Técnica: Para preparar a suspensão fecal, coloca-se de 2 – 4 g de fezes no recipiente de plástico ou de

vidro. Adicionar 10 ml de água; Homogeneizar as fezes com furadeira manual e broca com ponta arredondada, adaptada, até a

completa dissolução e homogeneização com água do bolo fecal; Coar o conteúdo de fezes homogeneizadas com água no recipiente de vidro, para um tubo de

ensaio, até no máximo a metade de seu tamanho; Completar o conteúdo do tubo de ensaio com solução saturada, até a formação de um menisco

na boca do tubo; Colocar uma lamínula cuidadosamente sobre o menisco, evitando a formação de bolhas; Esperar 15 minutos sem agitar; Retirar a lamínula lentamente e virar bruscamente, evitando pingar a suspensão; Colocar a lamínula sobre a lâmina de vidro e visualizar ao microscópio ótico.

Técnica de Sheater

Utilizada para pesquisa de ovos de nematódeos e oocistos de protozoários;

Material: 1 – 2 g de fezes; Solução de Sheather; Solução fisiológica de NaCl a 0,9%; Coador; Lâmina de vidro e lamínula; Bastão de vidro; Copo de Beaker; Tubos de centrífuga; Centrífuga; Pipeta de Pasteur.

Técnica:

Colocar as fezes num frasco; Misturar as fezes com solução fisiológica de NaCl a 0,9%, o suficiente para fluidificar e homogeneizar com

bastão de vidro; Tamisar para os tubos de centrífuga, enchendo até a metade com a suspensão coada; Adicionar uma igual quantia de Solução de Sheather; Homogeneizar, invertendo o tubos, sucessivas vezes; Centrifugar a mistura durante 3 – 5 min (1500 – 2000 rpm); Retirar os tubos, sem agitar, colocando-os em um suporte; Coletar algumas gotas da camada superficial do líquido, com pipeta de Pasteur; Examinar ao microscópio, entre lâmina e lamínula.

Técnica de Gordon e Whitlock modificada

TÉCNICAS QUANTITATIVAS

Ovos Por Grama de Fezes (OPG)

Utilizada para pesquisa e contagem de ovos de nematódeos gastrointestinais de ruminantes e equinos.

Material: Balança digital; Solução hipersaturada de açúcar ou sal; Pipeta coadora adaptada; Furadeira manual com broca adaptada para homogeneização de fezes; Câmara de McMaster.

Técnica: Pesar 2 g de fezes (ovinos) ou 4 g de fezes (bovinos e equinos); Colocar as fezes nos frascos de 60 ml; Adicionar 10 ml de água; Homogeneizar as fezes com furadeira manual; Completar o conteúdo do frasco com solução saturada de açúcar; Retirar uma amostra com pipeta coadora adaptada e encher os dois lados da câmara

de McMaster; Esperar 1 – 2 minutos, observar ao microscópio e contar os ovos encontrados em

ambas as áreas de contagem da câmara.

Ovos Por Grama de Fezes (OPG)

Cálculo do OPG:

Para bovinos e equinos, utilizando-se 4 g de fezes, deve-se multiplicar o resultado total dos ovos contados por 50;

Para ovinos, utilizando-se 2 g de fezes, deve-se multiplicar o resultado total dos ovos contados por 100;

Interpretação OPG

INTERPRETAÇÃO OPG OVINOS TIPO DE INFESTAÇÃO O.P.G. Leve < 350 Moderada 400 – 950 Moderada a Pesada 1000 – 1950 Pesada > 2000

INTERPRETAÇÃO OPG BOVINOS E EQUINOS TIPO DE INFESTAÇÃO O.P.G. Leve < 50 Moderada 50 – 350 Pesada > 400

IDENTIFICAÇÃO DE OVOS DE PARASITAS GASTROINTESTINAIS

OVOS DE PARASITAS DE CÃES E GATOS

OVOS DE PARASITAS DE CÃES E GATOS

OVOS DE PARASITAS DE CÃES E GATOS

OVOS DE PARASITAS DE EQUINOS

OVOS DE PARASITAS DE EQUINOS

OVOS DE PARASITAS DE EQUINOS

OVOS DE PARASITAS DE RUMINANTES

Tricostrongilídeos:

• Trichostrongylus spp. • Haemonchus spp. • Ostertagia spp. • Cooperia spp.

OVOS DE PARASITAS DE RUMINANTES

OVOS DE PARASITAS DE RUMINANTES

OVOS DE PARASITAS DE RUMINANTES

OVOS DE PARASITAS DE RUMINANTES

Bunostomum spp.