Exame parasitológico de fezes Patologia Cl í nica I Depto. Propedêutica Complementar Faculdade de...

Exame parasitológico de fezes

Patologia Clínica IDepto. Propedêutica ComplementarFaculdade de Medicina - UFMG

Parasitoses intestinais – Relevância

10% população mundial

Giardíase Ascaridíase

3,5 milhões pessoas

200 milhões pessoas

1,2 bilhão pessoas

Estrongiloidíase

Amebíase

http://www.cdc.gov/parasites

Parasitoses intestinais

Importância do conhecimento dos ciclos dos parasitas

Avaliação das manifestações clínicas

Parasitas com ciclo pulmonar (Ascaris, Ancilostomideos, Strongyloides)

Parasitas com penetração cutânea (Ancilostomideos, Strongyloides, Schistosoma)

Solicitação adequada dos exames laboratoriais


Detecção de trofozoítos e cistos de protozoários, ovos, larvas e vermes adultos de helmintos

Helmintos intestinais (principais)

Nematelmintos Ascaris lumbricoidesAncilóstomosStrongyloides stercoralisTricocephalus trichiuraEnterobius vermiculares

Platelmintos cestoda Taenia

Hymenolepis

trematodaSchistosoma

Exame parasitológico de fezes Detecção de trofozoítos e cistos de protozoários,

ovos, larvas e vermes adultos de helmintos

Protozoários intestinais (principais)

Sarcomastigophora Giardia lamblia

Amebas

Apicomplexa Cryptosporidium parvum

Cyclospora cayetanensis

Isospora belli

Ciliophora Balantidium coli

Microscopora Microsporídeos


Fase pré-analítica

1) Solicitação do exame Indicar método (s) a ser realizado Indicar parasita (s) a ser pesquisado

2) Coleta da amostra/orientações Procedimento para coleta Número de amostras Uso de conservantes, etc

3) Transporte da amostra para o laboratório Envio imediato x armazenamento

geladeira Coleta no laboratório

Coleta da amostra Cuidados com a coleta da amostra

Antibióticos, antidiarréicos, antiácidos, derivados de bismuto e do bário, laxantes e óleos minerais podem interferir no exame, levando a resultados falso- negativos

Uso de antibióticos ou contraste - diminuição do número de protozoários (por semanas)

Coleta da amostra

Material contaminado com urina - destruição de trofozoítos

Material contaminado com solo ou água - presença de organismos de vida livre

O pote deve estar livre de anti-sépticos, agentes germicidas, gotas de óleo e de urina para evitar a destruição de formas vegetativas

Calor - destruição dos parasitas

Frascos – boca larga, capacidade 50 mL, limpos e vedados; acondicionar em plástico transparente

Coleta da amostra

Tipos de amostras Amostra recentemente colhida

Enviar rapidamente ao laboratório (2h) ou

Manter amostra entre 2–8 °C (12h) Amostra de fezes diarréicas

Não refrigerar Exame em 30 minutos (pesquisa de

trofozoítos) Ovos e larvas - diluídos pelo volume

maior de água Amostra em conservantes (MIF)

Exame pode ser realizado até 30 dias após a coleta

Coleta da amostra

Uso de solução conservante Colher 3 amostras em dias alternados (ou de 2/2 dias ou 3

amostras em 10 dias)

Solução mais comum: MIF (mercúrio, iodo, formol)

Mistura vigorosa da amostra com a solução logo após a coleta ( uma colher de chá por coleta, em 30 mL de solução conservadora)

Liberação intermitente de formas infectantes - E. histolytica - picos de liberação de cistos entre 7 e 10

dias - Giardia lamblia - picos de 2 a 8 dias

Coleta da amostra

Fezes colhidas em conservantes não são adequadas para a realização do método Baermann-Moraes

Coleta da amostra


Fase analítica

Exame macroscópico

Exame microscópico

Exame parasitológico de fezesAspectos macroscópicos

Cor Odor Consistência Presença de:

Muco Sangue Pus Larvas, vermes adultos

ou fragmentos de vermes

Exame parasitológico de fezesAspectos macroscópicos Consistência

Exame parasitológico de fezes Microscopia

Pesquisa de ovos e larvas de helmintos; trofozoítos e cistos de protozoários

Uso de processos de enriquecimento e coloração

Métodos gerais (sedimentação espontânea e centrifugação)

“Nenhum dos métodos é capaz de diagnosticar todas as formas parasitárias simultaneamente”

Exame parasitológico de fezes Microscopia

Métodos Qualitativos Exame direto sem coloração Exame direto com coloração (lugol e colorações

específicas) Concentração por sedimentação espontânea Concentração por centrifugação Concentração por centrífugo-flutuação Exames baseados em hidrotropismo das larvas

Métodos Quantitativos Kato-Katz

Exame direto

Amostra recentemente colhida, fezes líquidas, amostra de aspirado duodenal – exame até 30 min após coleta

Pesquisa de trofozoítos, cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos

Observação direta ao microscópio do material fecal:

- diluído com solução NaCl 0,85% - motilidade de trofozoítos e refração citoplasma dos cistos

- com lugol – melhor definição da estrutura nuclear dos cistos

Presença de detritos fecais, revela poucos detalhes estruturais

Cisto E. hystolitica/ E. dispar

Trofozoíto E. hystolitica/E. dispar

Exame com colorações específicas

Hematoxilina férrica ou tricrômico - cistos e trofozoítos de amebas e Giardia lamblia

(*exame direto com coloração ou coloração após método de concentração das fezes)

Trofozoíto Entamoeba hystolitica

Cisto e trofozoíto Entamoeba coli

Cisto e trofozoíto Giardia lamblia

Exame com colorações específicasZiehl Neelsen - oocisto de Cyclospora cayetanensis,

Cryptosporidium e Isospora belli

Benavides et al. Rev Costarricencis Ciências Médicas 2007;28

(*Coloração após concentração das fezes por centrifugação - 10 min)

Colorações específicas

http://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticProcedures/stool/morphcomp.html

Métodos com concentração por sedimentação

Pesquisa de cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos

Amostra recentemente colhida ou em conservantes

Concentração por sedimentação espontânea - a amostra de fezes é misturada com água, filtrada e colocada em repouso por 2 horas. O exame microscópico do sedimento obtido por ação da gravidade, corado com lugol, permite a observação de cistos, ovos e larvas

Utilizado na rotina do EPF

Método de Hoffman, Pons e Janer (HPJ) ou Lutz

Método de Hoffman, Pons e Janer

http://slideplayer.com.br/slide/49554/

Métodos com concentração por centrifugação

Pesquisa de cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos

Amostra recentemente colhida (Blagg e cols.) ou com conservante (MIFc)

Concentração por centrifugação - a mistura de fezes e solução conservante é filtrada, misturada com éter sulfúrico e submetida a centrifugação. O exame microscópico do sedimento obtido, corado com lugol, permite a observação de cistos, ovos e larvas

Utilizado na rotina do EPF

Método de Blagg e cols. ou MIFc

Método de Blagg e cols. ou MIFc


Método de Faust e cols. Pesquisa de cistos e oocistos de protozoários, ovos

leves de helmintos Amostra recentemente colhida ou em conservante Concentração por centrífugo-flutuação no sulfato

de zinco - a mistura de água e fezes é filtrada e lavada através de centrifugação e ressuspensão com água. O sedimento é ressuspendido em solução de sulfato de zinco (densidade 1.18) e centrifugado.

Exame microscópico da película flutuante permite a observação dos cistos.

Vantagens: maior sensibilidade para a detecção de cistos Desvantagens: procedimento mais complexo, requer

reagentes específicos

Métodos com concentração por centrifugação

Método Kato-Katz Pesquisa quantitativa de ovos de helmintos

(especialmente S. mansoni) Amostra de fezes de consistência normal, sem

conservantes Quantidade determinada de fezes (40 – 60

mg), corada com verde malaquita, é observada ao microscópio, permitindo a determinação do número de ovos por grama de fezes

Vantagens: método quantitativo; maior sensibilidade para a detecção de ovos de S. mansoni

Desvantagens: tempo do procedimento (1 – 2 horas), requer materiais especiais

Método Kato-Katz


http://pt-br.aia1317.wikia.com/wiki/Arquivo:Kato-katz.png


Ovos de nematelmintos e cestodas em fezes humanas


Comparação entre o tamanho de ovos de helmintos

µm

Método de Baermann e Moraes ou Rugai

Fezes sem conservantes, de preferência não armazenadas em geladeira

Amostra colocada em contato com água a 45 °C para onde as larvas migram. O exame microscópio do sedimento permite a observação de larvas S. stercoralis Ancilostomídeos

Maior sensibilidade para a detecção de larvas, simplicidade de execução

Métodos baseados em hidrotropismo das larvas

Método de Baermann e Moraes e Método de Rugai

Método de Baermann e Moraes

Método de Rugai

Fezes recentemente colhidas - larvas Strongyloides stercoralis mais frequentesLarva rabditoide de S. stercoralis - 180-380µm x 14-20µm, vestíbulo bucal curto (2-3µm), primórdio genital ovóide, grande e nítido. Cauda afilada.

Larvas de nematelmintos

Em fezes com mais tempo de coleta, ou de constipação intestinal, as larvas podem ser de Strongyloides stercoralis ou de Ancilostomídeos que eclodiram dos ovos eliminados nas fezes

Strongyloides

Ancilostomídeos

Filarióide Maior, cauda bifurcada, esôgado cilíndrico e reto

Filarióide Vestíbulo bucal longo, cauda pontiaguda, bainha, esôfago 1/3 comprimento

Rabditóide Vestíbulo bucal longo, genital pequeno

Método da fita gomada (fita adesiva, Graham)

Pesquisa de ovos de Enterobius vermicularis e Taenia sp que, se presentes na região perianal, aderem à fita gomada e podem ser observados ao microscópio

Realizado pela manhã, ao acordar, antes de higienização da região perianal

Rápido e de fácil execução

Enterobius vermiculares

Taenia sp (positividade 85%)

Método da fita gomada

Outros métodos - tamização

Todo o conteúdo de uma evacuação é passado em uma tela de metal fina sob água corrente (peneirado). As proglotes de Taenia ficam retidas e são examinadas após clarificação com ácido acétido.

T. solium – ramificações largas, irregulares e dendríticas

T. saginata – ramificações estreitas

http://www.cdc.gov/dpdx/diagnosticProcedures/stool/antigendetection.html

Outros métodos - detecção de antígeno nas fezes

Esquistossomose - diagnóstico

o Exame parasitológico de fezes

• Positivo após 45º dia de infecção• Sensibilidade depende da carga parasitária e do tempo de infecção• Métodos:

• Kato-Katz (quantitativo)• Métodos de concentração(identificação dos ovos e avaliação de viabilidade)

• Avaliar amostras múltiplas

Esquistossomose - diagnósticoo Biópsia retal – pesquisa de ovos• Maior sensibilidade• Controle de cura

o Pesquisa de anticorpos séricos (IgM, IgG, IgA)• Positividade a partir do 25º dia de infecção

• Métodos:ELISA – antígenos de vermes adultos ou de ovosIFI (imunofluorescência indireta) – substrato de cercária ou vermes adultos

• Não diferenciam infecção ativa, prévia ou reinfecção• Não são úteis para monitorização do tratamento

• Aplicabilidade:Estudos epidemiológiosDiagnóstico em indivíduos com baixa carga parasitária


o Pesquisa de antígenos séricoso Não disponíveis comercialmente

o Intradermo reação (Shistotest) Inoculação intradérmica de antígeno de vermes

adultos e cercárias. O resultado é considerado positivo quando se observa pápula >10mm após 15’. Pode ser positivo após 48 h.

Sensibilidade: 85% Indica contato prévio com S. mansoni, não negativa

após tratamento (utilizada para inquéritos epidemiológicos). Não autoriza o tto (MS)


Ovos fertilizados (exame direto) - Fêmea adulta


Ascaris lumbricoides

Larvas filarióide e rabditóide (exame direto)

Ancilostomídeos


Fêmea adulta - Larva filarióide (exame direto)

Strongyloides stercoralis


Ovo (exame direto com lugol)

Fêmea adulta (4 cm) micrografia

Ovo (exame direto sem lugol)

Tricocephalus trichiuris


Enterobius vermiculares


Taenia sp

Taenia solium

Taenia saginata

Credit: DPDx http://www.cdc.gov/parasites

http://dpd.cdc.gov/

Hymenolepis nana

Ovo (exame direto) - Vermes adultos - escólex (exame direto, com aumento).


H. nana x H. diminuta

Esféricos, castanho amarelado, dupla membrana, ausência filamentos polares entre membranas.Parasita do rato, rara em humanos

Esféricos, claro e transparente, dupla membrana, material granuloso entre membranas. Membrana interna com saliências de onde saem filamentos

http://www.parasitologiaclinica.ufsc.br/index.php/info/conteudo/fotografias/ovos-hnana/

Trofozoítos e cisto corados - cultura

Giardia lamblia


Giardia lamblia

Cistos 8-20 µm x 7-10 µm, ovais ou elipsóides. Dois ou quatro núcleos

próximos aos pólos, axonemas, número variável de fibrilas. Nítida retração do

citoplasma qdo corados. Coloração esverdeada ou castanho–amarelado (lugol)

Trofozoítos 10-20µm x 5-15µm. Forma de pêra, dois núcleos redondos ou ovóides, cariossoma grande,

redondo e central. Na superfície ventral encontra-se de cada lado o disco suctorial. Axonemas dividem o

parasito ao meio; corpos parabasais cruzam axonema. Oito flagelos, não visíveis nas preparações coradas.


Amebas em fezes humanas

Henry's Clinical Diagnosis and Management by Laboratory Methods

Amebas em fezes humanas


Entamoeba histolytica/E. dispar x E. coli


Pesquisa de sangue oculto nas fezes

Pesquisa de sangue oculto nas fezes Sangramento gastrointestinal crônico, não observado

pelo paciente (não visível a olho nu) Neoplasias Pólipos Úlceras Hemorróidas Doença diverticular Doença inflamatória intestinal Esofagite, gastrite, sangramento gengival ...

Pesquisa de sangue oculto nas fezes

Indicações:

Rastreamento do câncer colo-retal Em associação a exames endoscópicos –

retossigmoidoscopia e/ou colonoscopia (1ª escolha) A partir de 50 anos de idade ou mais precocemente, se

paciente com risco elevado (história familiar positiva, polipose adenomatosa familiar, doença inflamatória intestinal...)

Avaliação etiológica da anemia ferropriva

Pesquisa de sangue oculto nas fezes Vantagens:

Fácil realização Não-invasivo Baixo custo

Desvantagens: Possibilidade de resultados falso-positivos ou falso-

negativos Não define a origem do sangramento Resultados positivos habitualmente demandam realização

de colonoscopia

Pesquisa de sangue oculto nas fezes Métodos

Químicos (Reagentes: guaiaco, orthotoluidina) Baseiam-se na atividade de pseudoperoxidase do

grupo heme da hemoglobina

Resina de guaiaco + H2O2(incolor) Atividade

peroxidase da Hb

Guaiaco oxidado + H2O (azul)

Pesquisa de sangue oculto nas fezes Métodos químicos

Interferentes Alimentos - carne, brócolis, nabo, banana, uva, ameixa Medicamentos (aspirina, AINES) Vitamina C em excesso

Requer preparo com dieta específica (3 dias antes do coleta)

* Indicado análise em 3 amostras de fezes

Pesquisa de sangue oculto nas fezes Métodos

Imunoquímicos Anticorpo reagente liga-se à

hemoglobina humana (cadeias globina)

Melhor performance (sensibilidade e especificidade)

Menor probabilidade de detecção de sangramento alto (cadeias globina são destruídas no intestino delgado)

Sem necessidade de restrição dietética como preparo para coleta

* Indicado análise em 3 amostras de fezes

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