Ana Lúcia Carneiro Schaefer Macro e micropatógenos em … · Ana Lúcia Carneiro Schaefer Macro e...
123
Ana Lúcia Carneiro Schaefer Macro e micropatógenos em mexilhões Perna perna (Linnaeus, 1758) e implicações na mitilicultura catarinense Tese submetida ao Programa de Pós-graduação em Aquicultura da Universidade Federal de Santa Catarina para a obtenção do Grau de mestre em Aquicultura. Orientadora: Dra. Aimê Rachel Magenta Magalhães Co-orientadora: Dra. Simone Sühnel Florianópolis 2015
-
Upload
truongdien -
Category
Documents
-
view
216 -
download
0
Transcript of Ana Lúcia Carneiro Schaefer Macro e micropatógenos em … · Ana Lúcia Carneiro Schaefer Macro e...
Ana Lúcia Carneiro Schaefer
Macro e micropatógenos em mexilhões Perna perna (Linnaeus,
1758) e implicações na mitilicultura catarinense
Tese submetida ao Programa de Pós-graduação em
Aquicultura da Universidade Federal de Santa Catarina para a obtenção do Grau de mestre em Aquicultura.
Orientadora: Dra. Aimê Rachel Magenta Magalhães
Co-orientadora: Dra. Simone Sühnel
Florianópolis
2015
Dedico este trabalho ao meu
companheiro de todos e tantos momentos
Antônio Carlos Garcia Sayão.
AGRADECIMENTOS
Em primeiro lugar agradeço à minha amada mãe, Regina Amélia
Greenhalgh Carneiro Schaefer, que tanto me incentivou, vibrou e se
emocionou com minhas lutas e conquistas e, que tanto sentiu a minha
ausência enquanto trilhei os caminhos desta realização.
Agradeço ao meu pai, João Luiz Schaefer que, a sua maneira,
muito incentivou a acreditar nas minhas lutas.
Agradeço infinitamente ao Sayão, meu Guru, Cúmplice, Amor e
Companheiro de todas as horas, que me guiou na realização deste
Doutorado.
Às minhas irmãs Isabel Cristina e Regina Célia, ao meu irmão
Luiz Gustavo, à minha sobrinha Ana Carolina, seu marido Ênio e à
pequena Malu que já estava programada em seus corações, por suas
contribuições para esta conquista.
À Marina, Tim e Cauê que se fizeram presentes em tantos
momentos desta caminhada.
À Professora, amiga e Orientadora, Draª Aimê Rachel Magenta
Magalhães, por ter me confiado tamanha responsabilidade, mas que com
suas palavras amorosas e certeiras, lapidaram meus conhecimentos e me
conduziram a esta realização.
À minha amiga e Co-orientadora, Drª Simone Sühnel, por ter
participado dos momentos de angústias e dúvidas, mas principalmente,
dos momentos das boas, divertidas e instrutivas conversas.
Aos Profs Dr. João Bosco Rozas Rodrigues e Ernesto Tremel que
muito me incentivaram para o início desta caminhada.
À minha amiga Maya Ribeiro Baggio que com seu carinho e boa
energia, sempre se fez presente na caminhada.
Aos amigos José Geraldino Valgas (Keka), Anita e Juliano por
suas presenças carinhosas.
Aos amigos do LAMEX, Sthefanie, Maria, Celene, Thais, Vitor,
Marcelo, Rafinha, André (Zé), Ana Carolina, Gabriel, Robert, Rafael
(Budha) e a todos que ajudaram na construção desta Tese.
Aos amigos do AQUOS, Prof. Dr. Maurício Laterça, Lucas (pelos
momentos ao DIC), Patrícia Garcia (pelo empréstimo de equipamentos,
bibliografias e por compartilhar conhecimentos), Gabriela Jerônimo,
Sheila, Maitê e a todos que contribuíram para esta realização.
Aos amigos do LABCAI, Profª Drª Risoleta, Prof. Dr. Afonso,
Jacó e a todos que contribuíram para esta pesquisa.
Aos amigos do LMM, Prof. Dr. Jaime Fernandes Ferreira, Prof.
Dr. Claudio Manoel Rodrigues de Melo, Prof. Dr. Gilberto José Pereira
Onofre de Andrade, Prof. Dr. Marcos Caivano Pedroso de
Albuquerque, Carlos Henqique, Claudio, Francisco (Chico), Itamar,
Jaqueline, Marisa, Luiz Ricardo (Rico) e a todos que contribuíram com
esta conquista.
Aos amigos do LCME, Profª Drª Zenilda Bouzon, Renata, Eliana
e a todos que contribuíram com estes resultados.
À Profª Drª Florência Cremonte e sua Equipe, com as quais
aprendi muito durante o Doutorado Sanduíche no CENPAT, Puerto
Madryn, Argentina.
Ao Prof. Dr. Francisco Brusa e sua Equipe, pela oportunidade
única de trabalhar no Museo de La Plata e pelos ensinamentos sobre
Turbelários, durante o período que passei em La Plata, Argentina.
A Profª Drª Andrea Santarosa Freire e sua equipe pelo material
bibliográfico que auxiliaram na classificação dos Copépodes.
A Profª Drª Cristina de Oliveira Dias pelas importantes
orientações sobre os Monstrilloida.
Ao Prof. Dr. Claudio, do LMM pelo apoio e discussões sobre as
análises estatísticas.
A Profª Drª Guisla Boehs pelos conhecimentos e bibliografias
sobre patologias de moluscos bivalves.
Aos amigos da EPAGRI, Fabiano Müller, André Luís Tortato
Novaes, Robson Ventura, Alex Alves dos Santos, Everton Della
Giustina, Vicente e “Zero”, pelo todo apoio durante as coletas.
Ao Prof. Dr. Gilberto Caetano Manzoni, da Universidade do Vale
do Itajaí (UNIVALI), pelo seu apoio durante as coletas na Penha/SC.
Ao Prof. Dr. José Guilherme Bersano Filho (Duda), da
Universidade Federal do Paraná, Centro de Estudos do Mar
(UFPR/CEM), pelos ensinamentos e bibliografias sobre os copépodes.
Aos proprietários dos cultivos onde foram realizadas as coletas
dos mexilhões, Felipe Maeda (Palhoça), Ozair Olavo Porto (Governador
Celso Ramos), Djalma Gentil Serpa (Penha) e UFSC (Florianópolis).
A todos os Professores do curso de Pós-Graduação em
Aquicultura pelo conhecimento compartilhado.
A Serena Sühnel Lagreze e ao Prof. Dr. Francisco José Lagreze
Squella (Pancho) por terem me ajudado nas traduções e pelos momentos
de tranquilidade e aprendizado em seu lar.
Aos colegas de disciplinas que tanto enriqueceram os conteúdos
estudados.
Ao Departamento de Aquicultura, principalmente ao Carlito que
tanto me auxiliou em todas as etapas desta caminhada.
A CAPES pelo apoio financeiro para o Doutorado Sanduíche.
O mestre na arte da vida faz pouca distinção
entre seu trabalho e seu lazer,
entre sua mente e seu corpo, entre sua educação e sua recreação,
entre seu amor e sua religião. Ele simplesmente persegue sua visão
de excelência em tudo que faz, deixando para os outros a decisão de saber se
está trabalhando ou se divertindo.
Ele acha que está sempre fazendo as duas coisas simultaneamente.
Pensamento zen-budista
RESUMO
O incremento da mitilicultura catarinense gerou a necessidade da
identificação dos patógenos que acometem o cultivo de Perna perna nos
municípios de Palhoça, Florianópolis, Governador Celso Ramos e
Penha. Durante o período de julho de 2010 a junho de 2011 foram
coletados 720 animais em cada local de cultivo, totalizando 2.880
mexilhões. Do total coletado, a metade (1.440) foi observada ao
estereomicroscópio onde foram realizadas as coletas do turbelário
Urastoma cyprinae e dos copépodes Pseudomyicola spinosus e
Monstrilla sp., que após serem tratados através dos protocolos de
Microscopia Eletrônica de Varredura e clarificação com Polyvinil-
Lactophenol foram medidos e fotografados ao microscópio de contraste
diferencial de fase (DIC) e tratados para histologia de cortes seriados,
que auxiliaram nas identificações das espécies e gênero. Os outros
mexilhões (1.440) tiveram seus tecidos processados conforme os
protocolos de Histologia Clássica e da OIE: Monocamadas de
hemócitos, Imprint e Cultivo em Meio de Tioglicolato de Ray. Através
das análises dos cortes histológicos foi identificada a presença dos
protozoários Ancistrocoma sp. e Nematopsis sp. e dos metazoários
Tylocephalum sp., Urastoma cyprinae, Pseudomyicola spinosus,
Monstrilla sp. e Bucephalus margaritae, já através dos protocolos da
OIE, foi verificado que as doenças de notificação obrigatória não estão
presentes nos cultivos de mexilhão de Santa Catarina. Dos patógenos
registrados por esta pesquisa, o Cestoda Tylocephalum sp. é responsável
pela ocorrência de infiltração hemocitária e o Trematoda Bucephalus margaritae, pelo alto índice de mexilhões de sexo indeterminado e
castração parasitária.
Palavras chave: 1.Aquicultura; 2. moluscos bivalves; 3.mitilicultura; 4.
Perna perna; 5. Patógenos.
ABSTRACT
The increment of mytiliculture in the municipalities of Santa Catarina,
Palhoça, Florianópolis, Governador Celso Ramos e Penha, generated the
demand for pathogens identification in Perna perna. During the period
July 2010 to June 2011 were collected 720 animals in each studied local,
totaling 2,880 mussels. From the total collected, half (1,440) was
observed under a microscope stereoscope, where was collected the
tuberllary Urastoma cyprinae and the copepods Pseudomyicola spinosus and Monstrilla sp.. After sampling, the parasites were analyzed by
scanning electron microscopy differential contrast microscope (DIC),
and processed for histological serial sections for species identification.
Other mussels (1,440) had their tissues processed according to classical
histology protocols and OIE: Monolayers of hemocytes, Imprint and
Cultivation Ray's Fluid Thioglycollate Medium. Through the analysis of
histological sections showed the presence of protozoa Ancistrocoma sp.
and Nematopsis sp. and metazoan Tylocephalum sp., Urastoma cyprinae, Pseudomyicola spinosus, Monstrilla sp. and Bucephalus
margaritae, already through the OIE protocols, it was found that the
notifiable diseases are not present in mussel cultivated in the studied
location of Santa Catarina. Pathogens recorded by this survey, the
Cestoda Tylocephalum sp. is responsible for the occurrence of hemocyte
infiltration and the Trematoda Bucephalus margaritae, the high rate of
indeterminate sex and parasitic castration mussels.
Keywords: 1.Aquaculture; 2. bivalve mollusc; 3.mytiliculture; 4. Perna perna; 5. pathogens.
LISTA DE FIGURAS
CAPÍTULO II
Figura 1. (A) Locais de coleta de Perna perna no estado de Santa
Catarina, sul do Brasil e (B) esquema de um cultivo de mexilhões
indicando a disposição das cordas (quadrados pretos) de onde foram
coletados os animais. ............................................................................. 39
Figura 2. Temperatura (ºC) e salinidade (‰) nos locais de coleta,
durante o período da pesquisa. .............................................................. 43
Figura 3. Sexo dos mexilhões (%), por local de coleta, analisados
através do estereomicroscópio............................................................... 44
Figura 4. Sexo dos mexilhões (%), por local de coleta, analisados
através da histologia. ............................................................................. 44
Figura 5 a 10. Cortes histológicos (coloração HHE) de Perna perna
coletados em Santa Catarina, Brasil. Fig. 5, esporos da Gregarina
Nematopsis sp. nas brânquias; Fig. 6, larva em encapsulamento do
Cestoda Tylocephalum sp. no tecido conjuntivo da glândula
digestiva; Fig. 7, Trematoda Digenea, Bucephalus margaritae no
tecido gonádico (ES – esporocisto e CE – cercaria); Fig. 8,
Turbelário Urastoma sp. nas brânquias; Fig. 9, náuplio do Copepoda
Pseudomyicola sp. no trato digestório e Fig. 10, copepodito do
Copepoda Monstrilla sp. no tecido conjuntivo da borda do manto.
Barras: 10µm (Figs. 7, 8 e 10) e 40µm (Figs. 5, 6 e 9). ........................ 50
Figura 11 a 13. Parasitas observados e coletados com o auxílio do
estereomicroscópio nos mexilhões Perna perna em Santa Catarina,
Brasil. Fig. 11, o Turbelário Urastoma sp. nas brânquias dos
mexilhões; Fig. 12, fase adulta (fêmea) do Copepoda
Pseudomyicola sp. na cavidade do manto (SO – sacos ovígeros); e
Fig. 13, fase de copepodito do Copepoda Monstrilla sp. no tecido
conjuntivo da borda do manto. Barras: 40µm. ...................................... 51
CAPÍTULO III
Figura 1 a 7. Espécimens de Pseudomyicola spinosus, coletada em
mexilhões Perna perna cultivados em Santa Catarina, Brasil,
utilizando técnica Polyvinil-Lactofenol e fotografia ao microscópio
de contraste diferencial de fase. Fig 1. Vista dorsal de fêmea de
copépode (seta: sacos ovígeros) (Barra: 200 µm). Fig 2. Detalhe da
antena 1 (setas indicando os 5 segmentos) (Barra: 32 µm). Fig 3.
Detalhe da antena 2 (setas indicando os 3 segmentos) (Barra: 32
µm). Fig 4. Detalhe do rostro (Barra: 20µm). Fig 5. Detalhe da
região oral (Barra: 20 µm). Fig 6. Detalhe do urossoma (seta)
(Barra: 130 µm). Fig 7. Detalhe dos ramos caudais e segmento anal
(Barra: 32 µm)....................................................................................... 67
Figura 8. Representação esquemática de fêmea de Pseudomyicola
spinosus, em vista ventral, com detalhes das antenas 1 e 2 e dos
apêndices 1, 2, 3, 4 e 5 e do ramo caudal que são estruturas que
caracterizam esta espécie de copépode .................................................. 68
Figura 9. Fêmea de Pseudomyicola spinosus sem sacos ovígeros
coletados em mexilhões Perna perna cultivados em Santa Catarina,
Brasil. Técnica Microscopia Eletrônica de Varredura. Vista ventral
com setas indicando as principais estruturas .......................................... 69
Figura 10 a 13. Náuplios de Pseudomyicola spinosus registrados
através das análises das lâminas histológicas nos mexilhões Perna
perna cultivados em Santa Catarina, Brasil. Fig 10. Náuplio no
lúmem do estômago (comprimento = 94,40 µm). Fig 11. Náuplio
entre os filamentos branquiais (comprimento = 87,56 µm). Fig 12.
Náuplio no tecido gonádico de um mexilhão macho (comprimento =
88,04 µm). Fig 13. Último estádio de copepodito no tecido da
glândula digestiva (comprimento = 170,18 µm). Coloração: HHE.
Barras: 40µm (Figs. 10 a 12); 100 µm (Fig. 13) .................................... 70
CAPÍTULO IV
Figura 1 e 2. Estruturas de Urastoma cyprinae coletados em Perna perna, corados com corante vital vermelho neutro. Fig. 1 – cílios
(C), olhos (O) e pênis (P); Fig. 2 – faringe (F). Barras = 100 µm
(Fig. 1) e 40 µm (Fig. 2)........................................................................ 92
Figura 3. Esquema das estruturas internas que caracterizam a
espécie Urastoma cyprinae, elaborado com base nos cortes
histológicos seriados dos turbelários coletados nos mexilhões Perna
perna. A- átrio; C- cílios; CGM- canal genital masculino; E-
epiderme; F- faringe; GF- glândulas da faringe; GFR- glândulas
frontais; GC- glândulas cutâneas; ID- intestino difuso; O- olhos;
OV- ovócitos; P- pênis; PP- papila peniana; T- testículos; V-
vitelário; VS- vesícula seminal; VSF- vesícula seminal fina; VSG-
vesícula seminal granulosa; SM- septo muscular. ................................. 93
Figura 4. Corte histológico de Urastoma cyprinae coletado em
Perna perna. A- átrio; CSP- colunas secretoras do pênis; ID –
intestino difuso; PP- papila peniana; VSF- vesícula seminal fina;
VSG- vesícula seminal granulosa. Barra: 40µm. ................................... 94
Figura 5 e 6. Visão geral de Urastoma cyprinae preparado através
do protocolo de Microscopia Eletrônica de Varredura. Fig. 6-
detalhe dos cílios (C) que recobrem o corpo do animal. ....................... 95
Figura 7 a 10. Cortes histológicos mostrando a presença do
turbelário Urastoma cyprinae nos tecidos do Perna perna. Fig. 7-
Corte longitudinal de U. cyprinae no tecido gonádico masculino
(Barra: 100 µm); Fig. 8- Corte longitudinal de U. cyprinae sobre o
tecido branquial; Figs. 9 e 10- Corte transversal anterior de U.
cyprinae entre as lamelas do tecido branquial (Barras: 40µm). Onde:
BR = brânquia; C = cílios; GD = glândula digestiva; O = olho; TGM
= tecido gonadal masculino. .................................................................. 96
CAPÍTULO V
Figura 1 a 6. Espécimes do copepodito do gênero Monstrilla
(fêmea) encontrados no mexilhão Perna perna. Figs. 1 e 2.
Copepodito de Monstrilla sp., em vistas latero-dorsal e dorsal,
observados com o auxílio do estereomicroscópio, retirados de
mexilhões P. perna cultivados, na Palhoça/SC. Detalhes dos ocelos
frontais, grandes e pigmentados. Figs. 3 a 6. Copepodito de
Monstrilla sp. tratados com Polyvinyl-Lactofenol e fotografados ao
DIC. Fig. 3. Copepodito em vista lateral. Detalhe dos tubos de
alimentação frontais. Fig. 4. Copepodito em vista lateral. Corpo
dividido em cefalossoma (CF), metassoma (MT) e urossoma (UR).
Destaque para o par de antênulas frontais. Fig. 5. Vista lateral do
metassoma e urossoma de copepodito. Detalhe dos quatro pares de
apêndices (P1, P2, P3 e P4) e do somito genital duplo com o par de
espinhos ovígeros do copepodito. Fig. 6. Vista dorsal do urossoma
de copepodito. Detalhe do 5° par de apêndices (seta) e do ramo
caudal com 5 cerdas. Barras = 200 µm (Figs. 1 a 4) e 40 µm (Figs. 5
e 6) ....................................................................................................... 113
Figura 7. Representação esquemática dos pares de apêndices e
urossoma de copepodito de Monstrilla sp.: (A) 1º par de apêndices;
(B) 2º par de apêndices; (C) 3º par de apêndices; (D) 4º par de
apêndices; (E) vista ventral do urossoma com indicação do 5º par de
apêndices, somito genital duplo (SGD) e ramo da furca (RF); (F)
vista lateral do urossoma. Barras: 40 µm (A, B, C e D); 100 µm (E e
F).. ....................................................................................................... 114
Figura 8 a 13. Copepodito de Monstrilla sp. preparado através do
protocolo de Microscopia Eletrônica de Varredura em fases
distintas. Figs. 8 e 9 – Vista ventral de copepoditos com os pares de
tubos alimentares frontais. Fig. 10 – Vista lateral de copepodito com
parte da membrana que o envolve dentro do hospedeiro. Fig. 11 –
Vista latero-dorsal de copepodito. Fig. 12 – Vista dorsal de
copepodito com detalhe da região entre cefalossoma e metassoma,
mostrando pares de filamentos utilizados para alimentação. Fig. 13 –
Vista lateral de copepodito com detalhe do tubo oral fechado e das
antênulas, na parte frontal do cefalossoma........................................... 116
Figura 14 a 17. Copepodito de Monstrilla sp. preparado para
Histologia. Fig. 14 – Corte transversal do copepodito no tecido
conjuntivo da borda do manto (BM). Fig. 15 – Detalhe dos
apêndices do copepodito em corte transversal. Fig. 16 - Corte
longitudinal de copepodito no tecido conjuntivo da borda do manto.
Fig. 17 – Corte longitudinal de copepodito com indicação do tubo
alimentar no tecido conjuntivo da borda do manto. Barras: Figs. 14 e
17 (200 µm) e Figs. 15 e 16 (40 µm). .................................................. 117
LISTA DE TABELAS
CAPÍTULO I
Tabela 1. Estudos realizados com patógenos registrados em Perna
perna de diferentes localidades do Brasil. ............................................. 28
CAPÍTULO II
Tabela 1. Caracterização quanto ao sistema de produção e dados
ambientais dos locais de coleta. ............................................................ 38 Tabela 2. Comprimento médio ± desvio padrão (mm) dos
mexilhões estudados (n=2.880), avaliados por locais, estações e
meses e coordenadas geográficas dos locais de coleta. ......................... 42 Tabela 3. Prevalência (%) e taxa de infestação da gregarina
Nematopsis sp. nos mexilhões analisados através da histologia
(n=360/local), avaliados por locais, estações e meses. Onde: P =
Prevalência; I = Infestação. ................................................................... 45 Tabela 4. Prevalência (%) e taxa de infestação do metacestóide
Tylocephalum sp. nos mexilhões analisados através da histologia
(n=360/local), por locais, estações e meses. Onde: P = Prevalência; I
= Infestação. .......................................................................................... 46 Tabela 5. Prevalência (%) e taxa de infestação do trematoda
Bucephalus margaritae nos mexilhões analisados através da
histologia (n=360/local), por locais e prevalências por estações e
meses. .................................................................................................... 47 Tabela 6. Grau de infestação por Bucephalus margaritae nos
mexilhões analisados através da gratícula de Weibel (n=360/local). .... 48 Tabela 7. Prevalência (%) do trematoda Bucephalus margaritae nos
mexilhões analisados ao estereomicroscópio (n=360/local), por
locais, estações e meses. ........................................................................ 49
CAPÍTULO III
Tabela 1. Estudos realizados com mitilídeos, relatando a ocorrência
do copépode Pseudomyicola spinosus................................................... 63 Tabela 2. Prevalência (%) e taxa de infestação do copépode
Pseudomyicola spinosus, em sua fase adulta, nos mexilhões
analisados através do estereomicroscópio (n=360/local), avaliados
por locais, estações e meses. Onde: P = Prevalência; I = Infestação. .... 71
Tabela 3. Prevalência (%) e taxa de infestação do copépode
Pseudomyicola spinosus, em suas fases naupliares, nos mexilhões
analisados através da histologia (n=360/local), avaliados por locais,
estações e meses. Onde: P = Prevalência; I = Infestação. ...................... 72 Tabela 4. Pares de apêndices e ornamentações dos endo e
exopoditos. Numerais romanos indicam o número de espinhos e
arábicos o número de cerdas, de acordo com Humes (1968). ................ 73
CAPÍTULO IV
Tabela 1. Estudos realizados com mitilídeos, relatando a ocorrência
do turbelário Urastoma cyprinae. .......................................................... 85 Tabela 2. Temperatura e salinidade média (± desvio padrão) da
água do mar e comprimento médio (± DP) dos mexilhões Perna
perna amostrados nos locais de coleta durante o período de julho de
2010 e junho de 2011. ............................................................................ 89 Tabela 3. Prevalência (%) e taxa de infestação do turbelário
Urastoma cyprinae nos mexilhões analisados através da histologia
(n=360/local), avaliados por locais, estações e meses. Onde: P =
Prevalência; I = Infestação. .................................................................... 90 Tabela 4. Prevalência (%) e taxa de infestação do turbelário
Urastoma cyprinae nos mexilhões analisados através do
estereomicroscópio (n=360/local), avaliados por locais, estações e
meses. Onde: P = Prevalência; I = Infestação. ....................................... 91
CAPÍTULO V
Tabela 1. Síntese de pesquisas realizadas com copépodes
Monstrilloida. ....................................................................................... 108 Tabela 2. Número de espécies de Monstrilloida descritas e suas
regiões de ocorrência (adaptado de Suárez-Morales, 2011). ................ 109 Tabela 3. Ornamentações dos endo e exopoditos dos pares de
apêndices natatórios do copepodito de Monstrilla sp. Numerais
romanos indicam o número de espinhos e arábicos o número de
cerdas, de acordo com Suárez-Morales & Dias (2000).. ...................... 115
SUMÁRIO
Proposta da Tese . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23
CAPÍTULO I . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25
1. INTRODUÇÃO GERAL . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25
Prob lemát ica e just if icat iva . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25
CAPÍTULO II . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 33
PATÓGENOS ENCONTRADOS EM MEXILHÕES
Perna perna E IMPLICAÇÕES NA MITILICULTURA
CATARINENSE
1. INTRODUÇÃO .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 36
2. MATERIAIS E MÉTODOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 37
Análise ao es ter eomicroscópio . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 39
Análises ao microscópio de luz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40
Monocamadas de hemóci tos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40
Cultivo em meio de tiogl icolato de Ray (RFTM) . . . . . . . . . . . . 40
Imprints de tecidos e órgãos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 40
Histopatologia . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41
Análise esta tís tica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41
3. RESULTADOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 41
4. DISCUSSÃO .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 51
5. CONCLUSÕES . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 54
6. AGRADECIMENTOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 54
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 54
CAPÍTULO III . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 59
PRIMEIRO REGISTRO DO COPÉPODE Pseudomyicola
spinosus EM MEXILHÕES PERNA PERNA DE
CULTIVO
1. INTRODUÇÃO .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 62
2. MATERIAL E MÉTODO .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64
Locais de coletas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64
Avaliação ao es ter eomicroscópio . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64
Histopatologia . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 65
Análise esta tís tica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 65
3. RESULTADOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66
4. DISCUSSÃO .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72
5. CONCLUSÕES . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75
6. AGRADECIMENTOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 76
CAPÍTULO IV . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 81
TURBELÁRIO Urastoma cyprinae EM MEXILHÕES
Perna perna CULTIVADOS NO SUL BRASIL
1. INTRODUÇÃO .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 84
2. MATERIAIS E MÉTODOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
Locais de amostragens . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
Avaliação ao es ter eomicroscópio . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 87
Observações em vivo . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 87
Cortes ser iados . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 87
Microscopia eletrônica de varredura . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 87
Histopatologia . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 88
Análise esta tís tica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 88
3. RESULTADOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 88
4. DISCUSSÃO .. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 96
5. CONCLUSÕES . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 99
6. AGRADECIMENTOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 99
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 100
CAPÍTULO V . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 104
PRIMEIRO REGISTRO DA OCORRÊNCIA DO
COPÉPODE Monstril la sp. EM MEXILHÕES Perna
perna DE CULTIVO, NO MUNICÍPIO DE PALHOÇA,
SANTA CATARINA, BRASIL
1. INTRODUÇÃO.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 107
2. MATERIAIS E MÉTODOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 109
Locais de coletas e amostragens . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 109
Coleta de tecido do hospedeiro e de copépodes ao
estereomicroscópio . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 110
Análise esta tís tica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 111
3. RESULTADOS.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 111
4. DISCUSSÃO... . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 117
5. CONCLUSÕES.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 118
6. AGRADECIMENTOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 119
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFIC AS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 119
Resumo da Tese . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 123
Considerações finais da Tese . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 123
23
Proposta da Tese
Esta Tese foi motivada pela ocorrência de mortalidades em cultivos de
mexilhões Perna perna nos municípios catarinenses de Penha e
Governador Celso Ramos nos anos de 2007 e 2009. Tendo em vista que
o estado de Santa Catarina possui grande importância na mitilicultura
nacional, a pesquisa também incluiu os municípios de Palhoça e
Florianópolis. Desta maneira as análises foram realizadas nos quatro
principais municípios produtores de mexilhões do País. As revisões
bibliográficas foram feitas com foco nas patologias que acometem os
moluscos bivalves e que poderiam estar envolvidas nas mortalidades
relatadas. Os protocolos de detecção e identificação da Organização
Mundial da Saúde Animal – OIE foram aplicados com a intenção de
detectar protozoários causadores de doenças de notificação obrigatória.
Para a identificação dos metazoários de distintos Filos, foram utilizados
protocolos de histologia, estereomicroscopia e microscopia eletrônica de
varredura.
Para relatar o desenvolvimento e os resultados do presente
estudo, este foi dividido nas seguintes partes:
Introdução Geral – Apresentação e problemática.
Capítulo I – Conhecimento dos patógenos que podem estar afetando a
saúde dos mexilhões cultivados nos quatro municípios de Santa
Catarina, através de análises realizadas durante um ano, com a utilização
de protocolos específicos da OIE, de histologia e de estereomicroscopia.
Os resultados geraram dados distintos de prevalência e infestação.
Foram encontradas novas ocorrências, que levaram à redação dos 3
capítulos abaixo.
Capítulo II – Primeiro registro de copépodes da espécie Pseudomyicola spinosus em mexilhões Perna perna. Os tecidos do hospedeiro foram
analisados através de histologia e os copépodes através de
estereomicroscopia e microscopia eletrônica de varredura.
Capítulo III – Registro da ocorrência de turbelários da espécie
Urastoma cyprinae em mexilhões Perna perna, através das análises
histológicas dos tecidos do hospedeiro e de estereomicroscopia e
microscopia eletrônica de varredura dos turbelários.
Capítulo IV – Ocorrência de copépodes do gênero Monstrilla em
mexilhões Perna perna. Os tecidos do hospedeiro contendo os
copépodes foram analisados através de histologia. Alguns copépodes
coletados ao estereomicroscópio foram clarificados e fotografados e
outros processados para microscopia eletrônica de varredura.
24
Produção bibliográfica gerada pela pesquisa
Resumos publicados em Anais de Congressos
1.Schaefer, A. L. C.; Alves, R.; Fortunato, M. V.; Rios, C.; Sühnel,
S.; Magalhães, A. R. M. Ocorrência de patógenos em mexilhões
Perna perna cultivados na Enseada da Armação do Itapocoroy,
Penha/SC. In: XXII Encontro Brasileiro de Malacologia, 2011,
Fortaleza/CE.
2.Schaefer, A. L. C.; Fortunato, M.; Rios, C.; Sühnel, S.;
Magalhães, A. R. M. Ocorrência de patógenos em mexilhões
Perna perna cultivados em Florianópolis e Palhoça/SC. In: 5°
Congresso da Sociedade Brasileira de Aquicultura e Biologia
Aquática, 2012, Palmas/TO.
3.Schaefer, A. L. C.; Fortunato, M. V.; Rios, C.; Sühnel, S.;
Magalhães, A. R. M. Ocorrência do Trematoda Bucephalus margaritae em mexilhões Perna perna cultivados em
Florianópolis e Palhoça/SC. In: XII Encontro Brasileiro de
Patologistas de Organismos Aquáticos, 2012, Bonito/MS.
4.Schaefer, A. L. C.; Sühnel, S.; Magalhães, A. R. M. Mexilhões
Perna perna cultivados em Santa Catarina, livres de patógenos
de notificação obrigatória para a Organização Mundial de
Saúde Animal – OIE. In: XXIII Encontro Brasileiro de
Malacologia e I Simpósio Latino-Americano de Jovens
Taxonomistas, 2013, Rio de Janeiro/RJ.
5.Schaefer, A. L. C.; Sühnel, S.; Magalhães, A. R. M. Ocorrência de
copépode da Família Myicolidae, do Gênero Pseudomyicola em
mexilhões Perna perna cultivados em Santa Catarina. In: XIII
Encontro Brasileiro de Patologistas de Organismos Aquáticos,
2014, Aracaju/SE.
25
CAPÍTULO I
1.INTRODUÇÃO GERAL
Problemática e jus tif icativa
A aquicultura é uma atividade praticada tanto por pequenos
produtores como por empresas multinacionais que cultivam 567
espécies aquáticas sendo responsáveis por quase 50% dos pescados
utilizados para alimento como fonte de proteínas, ácidos graxos,
vitaminas, minerais e micronutrientes essenciais. As estatísticas
mostram que a produção aquícola mundial no ano de 2012 foi de 90,43
milhões toneladas, sendo 66,63 milhões de pescados, 23,78 milhões de
algas e 22,4 mil toneladas de produtos como pérolas e conchas (FAO,
2015).
A mitilicultura, que é o cultivo de mexilhões, teve início em 1235
com o irlandês Patrick Walton que, após naufragar na Baía de Aiguilon
(França), fixou redes para capturar aves marinhas em estacas de madeira
nas quais se fixaram mexilhões que lhe serviram de alimento (Dore,
1991).
De acordo com a FAO (2015), a espécie Mytilus galloprovincialis
é a mais cultivada na Espanha, países do Mediterrâneo, Rússia, Ucrânia,
África do Sul e China e Mytilus edulis nas águas européias, desde o Mar
Branco na Rússia até o sul da França, além do Canadá e Estados Unidos
da América, com produção referente a 2013 de 116.574 e de 197.831
toneladas, respectivamente.
Os primeiros registros sobre a malacocultura brasileira datam de
1934, numa publicação intitulada “O futuro industrial da ostreicultura
no país” (Ferreira e Oliveira Neto, 2006), mas as primeiras tentativas de
cultivo de Crassostrea rhizophorae ocorreram no litoral dos estados da
Bahia e Santa Catarina, em 1971 (Littlepage e Poli, 1999). No ano de
1983 o projeto “Viabilidade do cultivo de ostras consorciado com o
cultivo de camarões” foi iniciado em Santa Catarina e em 1988,
implantado o cultivo de mexilhões Perna perna em parceria com os
pescadores artesanais catarinenses (Ferreira e Oliveira Neto, 2006). A
partir destas iniciativas, em 1990 a produção comercial de mexilhões em
Santa Catarina atingiu a marca inicial de 190 toneladas (EPAGRI,
2014).
No Brasil o cultivo do Perna perna é feito em sistema suspenso
fixo em ambientes com até 4 metros de profundidade mas o mais
utilizado é o de espinhéis flutuantes em locais abrigados onde a
26
profundidade varia entre 4 e 40 metros, podendo ser usados em cultivos
de mar aberto (Ferreira & Magalhães, 2003).
De acordo com o IBGE (2015), no ano de 2013, Santa Catarina
foi responsável por 97,2% da produção nacional de ostras, vieiras e
mexilhões, sendo o município de Palhoça responsável por 55,7% da
produção estadual e de 54,1% da produção nacional de moluscos
bivalves. Esta mesma fonte divulgou que, em 2013, a produção de
sementes de ostras, vieiras e mexilhões ficou concentrada em
Florianópolis com 92,5% da produção nacional.
No ano de 2013 a malacocultura catarinense contou com 589
maricultores que comercializaram 19.079 toneladas de moluscos, sendo
16.147 toneladas de mexilhões Perna perna, 2.932 toneladas de ostras
Crassostrea gigas e 28,6 toneladas de vieira Nodipecten nodosus
(EPAGRI, 2014).
Os principais desafios da malacocultura mundial estão
relacionados com a prevenção e o controle das doenças tanto nos
cultivos com menores densidades como nos intensivos. As patologias
podem causar perdas sazonais devidas às mudanças ambientais ou ao
limite de suporte do hospedeiro. Desta maneira a identificação e estudo
do desenvolvimento das doenças podem ajudar no controle da sua
propagação e redução das perdas relacionadas à mortalidade ou
morbidade, tendo em vista que nem todas as doenças matam seu
hospedeiro (Figueras, 2011).
Por causa do processo de globalização, medidas sanitárias são
cada vez mais importantes no sentido de facilitar o comércio nacional e
internacional seguro de animais e produtos de origem animal. O acordo
sobre a Aplicação de Medidas Sanitárias e Fitossanitárias incentiva os
membros da Organização Mundial do Comércio a basearem suas
medidas sanitárias em padrões internacionais inspecionados pela
Organização Internacional de Epizotias (OIE, 2014).
Grande parte das enfermidades descritas para moluscos causam
problemas em sistemas de cultivo e poderiam ser evitadas se fossem
respeitadas as regras de controle de transferências e introdução de
organismos.
A maioria das enfermidades de notificação obrigatória que
acometem os moluscos refere-se às ostras e é causada pelos protozoários
Marteilia refringens, Bonamia ostrea, Bonamia exitiosa, Perkinsus
olseni, Perkinsus marinus e Mikrocytos machini, que em muitos casos
possuem um ciclo de vida complexo com vários hospedeiros
intermediários para completar seu desenvolvimento ou como
reservatório (Figueras, 2011).
27
Com a consolidação da malacocultura brasileira, estudos vêm
registrando a presença de enfermidades causadas por bactérias, fungos,
protozoários e metazoários (Magalhães e Ferreira, 2006). Pesquisas
realizadas com mitilídeos registraram a presença do trematódeo
Bucephalus margaritae, do poliqueto perfurador Polydora websteri e do
caranguejo Pinnotheres maculatus em Perna perna e de organismos
semelhantes a Rickettsia, Nematopsis sp., Bucephalus sp., Tylocephalum
sp. e turbelários, digeneos e metacercária não identificados em Mytella
guyanensis (Boehs et al., 2012).
A Tabela 1 apresenta um resumo dos estudos com patologias de
Perna perna, apontando os autores e locais de ocorrências no litoral
brasileiro.
Tab
ela
1. E
studos
real
izad
os
com
pat
ógen
os
regis
trad
os
em P
erna p
erna
de
dif
eren
tes
loca
lidades
do B
rasi
l.
Gru
po t
axon
ôm
ico
Para
sito
ou
Com
ensa
l/E
stad
o c
lín
ico
Au
tor
Loca
l d
e es
tud
o (
lito
ral)
Fil
o A
pic
om
ple
xa
Gru
po G
regar
ina
Nem
ato
psi
s sp
. L
ima
et a
l. (
2001)
Rio
de
Janei
ro
Da
Sil
va
et a
l. (
2012)
San
ta C
atar
ina
Fil
o P
laty
hel
min
thes
C
lass
e T
rem
atoda
Ord
em D
igen
ea
Buce
phalu
s sp
.
Um
iji
et a
l. (
1976)
São
Pau
lo
Gal
vão
et
al.
(2006)
Mag
alhãe
s et
al.
(2008)
San
ta C
atar
ina
Da
Sil
va
et a
l. (
2002)
Cost
a (2
007)
Suár
ez-M
ora
les
et a
l. (
2010)
Da
Sil
va
et a
l. (
2012)
Lim
a et
al.
(2001)
Rio
de
Janei
ro
Buce
phalu
s m
arg
ari
tae
Mar
chio
ri e
t al.
(2010)
San
ta C
atar
ina
Med
eiro
s (2
013)
Fil
o P
laty
hel
min
tes
Cla
sse
Ces
toda
Tyl
oce
phalu
n s
p.
Da
Sil
va
et a
l. (
2012
) S
anta
Cat
arin
a
Fil
o P
laty
hel
min
tes
Cla
sse
Turb
ella
ria
Ura
stom
a c
ypri
nae
Suár
ez-M
ora
les
et a
l. (
2010)
San
ta C
atar
ina
Fil
o A
nnel
ida
Cla
sse
Poly
chae
ta
Fam
ilia
Spio
nid
ae
Poly
dora
sp.
Cost
a (2
007)
San
ta C
atar
ina
Suár
ez-M
ora
les
et a
l. (
2010)
Da
Sil
va
et a
l. (
2012)
Su
bfi
lo C
rust
acea
C
lass
e M
axil
ipoda
Su
bcl
asse
Copep
oda
Monst
rill
a s
p.
Suár
ez-M
ora
les
et a
l. (
2010)
San
ta C
atar
ina
Su
bfi
lo U
roch
ord
ata
(Tu
nic
ata)
C
lass
e A
scid
iace
a D
idem
num
psa
mm
ath
odes
S
uár
ez-M
ora
les
et a
l. (
2010)
San
ta C
atar
ina
28
29
No Brasil, os estudos realizados com o trematódeo Bucephalus
sp. foram iniciados por Umiji et al. (1976) que registraram a presença
do parasita formando estruturas filamentosas de coloração laranja no
tecido gonádico dos mexilhões Perna perna. Posteriormente Magalhães
et al. (2008) identificaram que este parasitismo afeta a composição
bioquímica do mexilhão e inviabiliza a reprodução. Nas pesquisas
realizadas por Lima et al. (2001); Da Silva et al. (2002 e 2012); Galvão
et al. (2006); Costa (2007); Suárez-Morales et al. (2010) e Medeiros
(2013) este trematódeo foi registrado em diferentes hospedeiros. A
pesquisa realizada por Marchiori et al. (2010) identificou o ciclo de vida
do trematódeo e seus hospedeiros intermediários e definitivos,
conseguindo realizar a identificação da espécie Bucephalus margaritae.
A ocorrência de larvas do cestódeo Tylocephalum sp. foi
registrada no tecido conjuntivo do manto do marisco-do-mangue
Mytella guyanensis por Ceuta & Boehs (2012) e em P. perna e
Crassostrea gigas por Da Silva et al. (2012), formando encapsulamento
e provocando infiltração hemocitária em ambos hospedeiros.
Na pesquisa realizada por Suárez-Morales et al. (2010) com
mexilhões P. perna, também foram registradas as presenças do
copépode Monstrilla sp. formando nódulos e infiltração hemocitária no
tecido conjuntivo do manto e do turbelário Urastoma cyprinae
movendo-se pelas brânquias, aparentemente sem provocar reações do
hospedeiro.
A polidiariose, doença causada pelo anelídeo poliqueta Polydora
sp. que perfura as conchas e forma tubos e bolhas de lodo, foi registrada
no berbigão Anomalocardia brasiliana por Boehs & Magalhães (2004);
em ostras Crassostrea gigas e C. rhizophorae por Sabry & Magalhães
(2005), Sabry et al. (2011) e Da Silva (2012); em Crassostrea gigas por
Maciel et al. (2010) e em Perna perna por Costa (2007), Suárez-
Morales et al. (2010) e Da Silva et al. (2012), sem provocar danos aos
tecidos moles dos hospedeiros mas sim às suas valvas.
Considerando a necessidade da constante atualização do
inventário de parasitos e patologias de mitilídeos cultivados no Brasil,
mexilhões no Estado de Santa Catarina foram estudados, durante o
período de um ano, através dos protocolos específicos da OIE e de
histologia clássica, estereomicroscopia e microscopia eletrônica de
varredura.
30
Referências bibliográficas da introdução
BOEHS, G.; MAGALHÃES, A. R. M. Simbiontes associados com
Anomalocardia brasiliana (Gmelin) (Mollusca, Bivalvia, Veneridae) da
Ilha de Santa Catarina e região continental adjacente, Santa Catarina,
Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, v. 21, n. 4, p. 865-869, 2004.
BOEHS, G. et al. Parasitos e patologias de bivalves marinhos de
importância econômica da costa brasileira. In: SOUZA, A. T. S; DE
LOS ANGELES, M.; TAKEMOTO, R. M. Patologia e sanidade de
organismos aquáticos. ABRAPOA, 2012. p. 165-193.
CEUTA, L. O.; BOEHS, G. Parasites of mangrove mussel Mytella
guyanensis (Bivalvia: Mytilidae) in Camamu Bay, Bahia, Brazil.
Brazilian Journal of Biology, v. 72, n. 3, p. 421-427, 2012.
COSTA, R. L. Prevalência de enfermidades e histopatologia de
Perna perna (Mollusca) em Florianópolis/SC, Brasil. 2007. 31p.
Dissertação (Mestrado em Aquicultura) – Departamento de Aquicultura,
Universidade Federal de Santa Catarina, Florianópolis, 2007.
DA SILVA, P. M.; MAGALHÃES A. R. M.; BARRACCO; M. A.
Effects of Bucephalus sp. (Trematoda: Bucephalidae) on Perna perna
mussels from a culture station in Ratones Grande Island, Brazil.
Journal of Invertebrate Pathology, v.79, n. 3, p. 154-162, 2002.
DA SILVA, P. M.; MAGALHÃES, A. R. M.; BARRACCO, M. A.
Pathologies in commercial bivalve species from Santa Catarina State,
southern Brazil. Journal of the Marine Biological Association of the
United Kingdom, v. 92, p. 571–579, 2012.
DORE, I. Shellfish: a guide to oyster, mussels, scallops, clams and
similar products for the commercial user. New York: Springer, 1991.
EPAGRI – Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de
Santa Catarina. Síntese Informativa da Maricultura 2012. Disponível
em: <http://www.epagri.sc.gov.br/wp-content/uploads/2013/08
/Sintese_informativa_da_maricultura_2013.pdf>. Acesso em: 23 set.
2014.
31
FAO - Organização das Nações Unidas para Alimentação e Agricultura.
Acuicultura. Disponível em:
<http://www.fao.org/fishery/aquaculture/es>. Acesso em: 12 jan. 2015.
FERREIRA, J.F e MAGALHÃES, A.R.M. Cultivo de mexilhões –
Instruções e Ajuda. Manual do Laboratório de Cultivo de Moluscos
Marinhos. Universidade Federal de Santa Catarina, 2003.
FERREIRA, J. F.; OLIVEIRA NETO, F. M. Cultivo de moluscos em
Santa Catarina. Infopesca Internacional, Montevideo, p. 34-41, 2006.
FIGUERAS, A. Introducción a las enfermidades de moluscos bivalvos.
In: FIGUERAS, A.; NOVOA, B. Enfermedades de moluscos bivalvos
de interés en acuicultura. Madrid: Fundación OESA, 2011. p. 15-31.
GALVÃO, M. S. N. et al. Ciclo reprodutivo e infestação parasitária de
mexilhões Perna perna (LINNAEUS, 1758). Boletim do Instituto de
Pesca, v. 32, n. 1, p. 59–71, 2006.
IBGE – Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística. Disponível em: <
http://www.ibge.gov.br>. Acesso em: 02 fev. 2015.
LIMA, F. C.; ABREU, M. G.; MESQUITA, E. F. M. Monitoramento
histopatológico de mexilhão Perna perna da Lagoa de Itaipu, Niterói,
RJ. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, Belo
Horizonte, v. 53, p. 203-206, 2001.
LITTLEPAGE, J. L.; POLI, C. R. Oyster culture in the state of Santa
Catarina, Brazil. Final report of the shellfish technology transfer
program (STTP). Blue Water Aquaculture Ltda, Florianópolis, 1999.
Disponível em: <http://www.bwaaquaculture.com>. Acesso em 12 jan.
2015.
MACIEL, M. L. T.; IBBOTSON, D. P.; MAGALHÃES, A. R. M.
Polidiariose em ostras Crassostrea gigas cultivadas na praia da Ponta do
Sambaqui, Florianópolis, Santa Catarina, Brasil. Brazilian Journal of
Veterinary Research and Animal Science, v. 47, n. 5, p. 337-345, 2010.
MAGALHÃES, A. R. M.; FERREIRA, J. F. Patologias e manejo em
malacocultura. In: SILVA-SOUZA, A. Sanidade de Organismos
Aquáticos no Brasil. Maringá: ABRAPOA, 2006. p.79-94.
32
MAGALHÃES, A. R. M.; FERREIRA, J. F.; FERREIRA, F. M.
Composição química. In: RESGALLA JR., C.; WEBER, L. I.;
CONCEIÇÃO, M. B. (eds.). O mexilhão Perna perna (L.). Biologia,
ecologia e aplicações. Rio de Janeiro: Interciência, 2008. p. 69-83.
MARCHIORI, N. C.; MAGALHÃES, A. R. M.; PEREIRA JR., J. The
life cycle of Bucephalus margaritae Ozaki&Ishibashi, 1934 (Digenea,
Bucephalidae) from the coast of Santa Catarina State, Brazil. Acta
Scientiarum Biological Sciences, v. 32, p. 71-78, 2010.
MEDEIROS, S. C. Bucefalose no cultivo de mexilhões: relação do
parasita com os hospedeiros iniciais. 2013. 68p. Dissertação
(Mestrado em Aquicultura) – Departamento de Aquicultura,
Universidade Federal de Santa Catarina, Florianópolis, 2013.
OIE - Organização Internacional de Epizootias – Código Sanitário para
Animais Aquáticos. Disponível em:
<http://www.oie.int/esp/OIE/es_about.htm>. Acesso em: 05 nov. 2014.
SABRY, R. C.; MAGALHÃES, A. R. M. Parasitas em ostras de cultivo
(Crassostrea rhizophorae e Crassostrea gigas) da Ponta do Sambaqui,
Florianópolis, SC. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e
Zootecnia, v. 27, p. 194-202, 2005.
SABRY, R. C. et al. Pathological study of oyster Crassostrea gigas
from culture and C. rhizophorae from natural stock of Santa Catarina
Island, SC, Brazil. Aquaculture, v. 60, p. 43–50, 2011.
SUÁREZ-MORALES, E.; SCARDUA, M. P.; DA SILVA, P. M.
Occurrence and histopathological effects of Monstrilla sp.
(Copepoda:Monstrilloida) and other parasites in the brown mussel
Perna perna from Brazil. Journal of the Marine Biological
Association of the United Kingdom, v. 90, p. 953–958, 2010.
UMIJI, S.; LUNETTA, J. E.; LEONEL, R. M. V. Infestation of the
mussel Perna perna by digenetic trematodes of the bucephalidae family
genus Bucephalus. Anais da Academia Brasileira de Ciências, v. 47
(Suppl.), p. 115-117, 1976.
33
CAPÍTULO II
PATÓGENOS ENCONTRADOS EM MEXILHÕES Perna
perna E IMPLICAÇÕES NA MITILICULTURA
CATARINENSE.
O artigo será enviado para publicação e foi redigido segundo as
normas do Boletim do Instituto de Pesca.
34
PATÓGENOS ENCONTRADOS EM MEXILHÕES Perna
perna E IMPLICAÇÕES NA MITILICULTURA
CATARINENSE.
Ana Lúcia CARNEIRO-SCHAEFER, Simone SÜHNEL e Aimê Rachel
Magenta MAGALHÃES
Universidade Federal de Santa Catarina, Centro de Ciências Agrárias,
Departamento de Aquicultura, Núcleo de Estudos em Patologia
Aquícola. Rodovia Admar Gonzaga, 1346 – CEP: 88034-001 –
Itacorubi – Florianópolis – SC – Brasil. e-mail: [email protected]
(autor correspondente)
RESUMO
Mexilhões Perna perna foram coletados nos principais municípios
produtores deste bivalve em Santa Catarina, sul do Brasil. Durante o
período de julho de 2010 a junho de 2011 foram analisados 2.880
mexilhões com o auxílio de estereomicroscopia, microscopia de luz,
incluindo histopatologia, monocamadas de hemócitos, imprint de
tecidos e cultivo em meio tioglicolato, para verificar a presença de
patógenos. Os resultados das análises mostraram ausência das
enfermidades de notificação obrigatória. Contudo, foi registrada a
presença de patógenos do Filo Platyhelmintes: o Trematoda Bucephalus
margaritae, o Cestoda Tylocephalum sp. e um Turbelário do gênero
Urastoma. Também foi registrada a ocorrência de copépodes da Classe
Maxillopoda, gêneros Pseudomyicola e Monstrilla. Além destes, foram
encontrados protozoários do Filo Ciliophora, Ancistrocoma sp. e do Filo
Apicomplexa, Nematopsis sp. Os patógenos encontrados não sugerem
causar mortalidade ou trazer danos aos mexilhões, com exceção de
Bucephalus margaritae, que causa castração parasitária, o que afeta a
mitilicultura, pela diminuição no número de larvas e de jovens
mexilhões.
Palavras-chave: Histopatologia, prevalência, infestação, molusco
bivalve.
35
ABSTRACT
Perna perna mussels were collected in the main municipalities
producers of this bivalve in Santa Catarina, southern Brazil. During the
period of July 2010 to June 2011 were analyzed 2,880 mussels with the
aid of stereomicroscopy, light microscopy, including histopathology,
monolayers of hemocytes, imprint and incubation of tissues in Ray's
Fluid Thioglycollate Medium, for the presence of pathogens. The
results of the analysis showed absence of notifiable diseases. However,
it was registered the presence of Filo Platyhelmintes pathogens: the
Trematoda Bucephalus margaritae, the Cestoda Tylocephalum sp. and a
gender Turbelário Urastoma. It was also registered the occurrence of
copepods class Maxillopoda, Pseudomyicola and Monstrilla genres. In
addition, protozoa found the Filo Ciliophora, Ancistrocoma sp. and Filo
Apicomplexa, Nematopsis sp.. Pathogens found not suggest cause
mortality or bring harm to mussels, except for B. margaritae, which
causes parasitic castration, which affects the mussel, the decrease in the
number of larvae and young mussels.
Keywords: Histopathology, prevalence, infestation, bivalve mollusc.
36
1.INTRODUÇÃO
Mexilhões são moluscos bivalves da família Mytilidae
(Rafinesque, 1815), com 26 gêneros distribuídos ao longo dos oceanos
no planeta (ITIS, 2014). No litoral brasileiro a família Mytilidae está
representada por 13 gêneros e 22 espécies (RIOS, 2009), sendo cinco
utilizadas na alimentação: Aulacomya ater (Molina, 1782), Mytella
charruana (Orbigny, 1842), Mytella guyanensis (Lamark, 1819),
Mytilus edulis platensis (Orbigny, 1846) e Perna perna (Linnaeus,
1758), a espécie de maior valor comercial.
Estudos sobre a perspectiva da mitilicultura no Brasil e sobre a
fisiologia da reprodução do mexilhão Mytilus perna (=Perna perna) foram realizados por LUNETTA (1969). Neste mesmo ano, UMIJI
(1969) realizou pesquisas sobre a neurossecreção nesta espécie de
mitilídeo.
No ano de 1990 tem início o cultivo comercial do mexilhão
Perna perna em Santa Catarina, com produção de 190 toneladas.
Segundo a EPAGRI (2015), no ano de 2013 a malacocultura catarinense
contou com 589 maricultores que foram responsáveis por 95% da
produção nacional de moluscos bivalves como ostras, mexilhões,
berbigões e vieiras. No ano de 2012 foram comercializadas 23.495
toneladas de moluscos, sendo 21.027 toneladas de mexilhões Perna perna, produzidas principalmente nos municípios de Penha, Governador
Celso Ramos, Florianópolis e Palhoça e 2.468 toneladas de ostras
Crassostrea gigas (DOS SANTOS et al., 2012). Isto significa que os
mexilhões foram responsáveis por 89,5% do total de moluscos marinhos
cultivados no Estado.
Estudos sobre patologias em mexilhões Perna perna vem sendo
realizados desde 1976 e a partir dos últimos anos os trabalhos tem
focado na avaliação do estado de saúde dos moluscos, como registraram
MAGALHÃES e FERREIRA (2006) e BOEHS et al. (2012) e nos
agentes patogênicos.
O Trematoda Digenea Bucephalus sp., que causa castração
parasitária, foi estudado no litoral dos estados do Rio de Janeiro, São
Paulo e Santa Catarina, por UMIJI et al. (1976); MAGALHÃES (1998);
LIMA et al. (2001); DA SILVA et al. (2002); GALVÃO et al. (2006);
COSTA (2007). O ciclo de vida da espécie Bucephalus margaritae da
costa do Estadeo de Santa Catarina, foi identificado por MARCHIORI
et al. (2010) e a partir desta pesquisa, SUÁREZ-MORALES et al.
37
(2010), DA SILVA et al. (2012) e MEDEIROS (2013) citam esta
espécie em suas pesquisas.
A gregarina apicomplexa Nematopsis sp. foi registrada por LIMA
et al. (2001) e DA SILVA et al. (2012).
A ascidia colonial Didemnum psammathodes, o copépode
Monstrilla sp., o poliqueto perfurador Polydora sp. e o turbelário
Urastoma cyprinae foram registrados por SUÁREZ-MORALES et al. (2010), em mexilhões cultivados em Penha, SC, Brasil.
A pesquisa realizada por DA SILVA et al. (2012), registrou a
ocorrência do protozoário Nematopsis sp., do cestoda Tylocephalum sp.,
do poliqueto Polydora sp., de esporocistos de Trematódeos e ciliados
não identificados, em mexilhões cultivados em São José, SC, Brasil.
Nos últimos anos os mitilicultores tem relatado a ocorrência de
mortalidades nos cultivos nos municípios de Penha e Governador Celso
Ramos, no litoral catarinense (comunicação pessoal). Neste estudo foi
analisada a saúde dos mexilhões Perna perna procedentes dos quatro
principais municípios produtores do Estado de Santa Catarina, visando
contribuir com a consolidação da mitilicultura.
2.MATERIAIS E MÉTODOS
Durante o período de julho de 2010 a junho de 2011, foram
amostrados mensalmente 240 mexilhões ao longo da costa do estado de
Santa Catarina, sul do Brasil (Figura 1A). As amostragens (n=60 por
local) foram realizadas em cultivos comerciais localizados nos
municípios de Palhoça, Governador Celso Ramos e Penha e em cultivo
experimental (UFSC) no município de Florianópolis, totalizando 2.880
animais. Nos dias das coletas dos mexilhões também foram aferidos os
dados de salinidade, através da média de 3 amostras de água do mar,
com o auxílio de salinômetro Alfakit. A temperatura foi registrada ao
final de cada coleta com o auxílio de um termômetro de mercúrio que
permaneceu submerso a uma profundidade de 1m.
O sistema de cultivo nos locais de coleta é flutuante com espinhel
de superfície. Cada local foi caracterizado em relação ao sistema de
produção, tipo de substrato, profundidade e aporte de efluentes (Tabela
1).
38
Tabela 1. Caracterização quanto ao sistema de produção e dados ambientais
dos locais de coleta.
Características do
cultivo
Palhoça Florianópolis Governador
Celso Ramos
Penha
Número de áreas de
cultivo 3 1 1 1
Tamanho total do cultivo
(hectares) 10 1 5 0,7 - 0,8
Número de espinhéis
por área
56 3 24 7
Tamanho de cada espinhel
(m) 75 50 150 100
Espaçamento entre espinhéis
(m) 5 9 10 10
Número de cordas de mexilhão por
espinhel
1
100 240 140
Tamanho da corda (m)
600 (sistema contínuo)
0,80 a 1 1,60 2,50
Espaçamento entre cordas
(m)
- 0,50 0,50 0,70
Quantidade de mexilhões
600 a 700/m 600/corda 700/corda 800/corda
Peso (kg)
20/m 12/corda 17 a 20/corda 20/corda
Tempo entre desdobres
sem sem sem
2 vezes ao
ano (março e outubro)
Quantidade de mexilhões na área
de cultivo 60.480.000 18.000 4.032.000 784.000
Profundidade
(m) 4 a 8 4 5 a 6 7
Tipo de fundo Lodoso/arenoso Lodoso Lodoso Rochoso
39
As coletas foram realizadas em 05 cordas pré-determinadas
(Figura 1B), sendo os animais transportados em caixas de isopor até o
Núcleo de Estudos em Patologia Aquícola (NEPAQ), do Departamento
de Aquicultura, da Universidade Federal de Santa Catarina. Do total de
mexilhões coletados, 1.440 mexilhões (n=30, por mês) foram analisados
ao estereomicroscópio, com a finalidade de coletar macropatógenos e os
outros 1.440 mexilhões (n=30, por mês), destinados aos protocolos de
análises microscópicas, para avaliação da presença de micropatógenos.
Figura 1.(A) Locais de coleta de Perna perna no estado de Santa Catarina, sul
do Brasil e (B) esquema de um cultivo de mexilhões indicando a disposição das cordas (quadrados pretos) de onde foram coletados os animais.
Análise ao estereomicroscópio Os mexilhões destinados às análises de macropatógenos foram
abertos com um objeto perfurocortante inserido entre as valvas após o
deslocamento do bisso, com a finalidade de cortar o músculo adutor.
Após sua abertura, foram levados ao estereomicroscópio para
identificação do sexo, registro de anomalias na carne do animal
(pústulas e abscessos) e coleta de parasitas.
40
Análises ao microscópio de luz
Os mexilhões destinados às análises microscópicas foram
medidos e após a avaliação das partes moles como descrito
anteriormente, foi realizada a coleta de tecidos para as técnicas
específicas descritas a seguir.
Monocamadas de hemócitos Após ser feita uma pequena abertura na concha dos mexilhões a
hemolinfa foi retirada do músculo adutor, com o auxílio de uma seringa
de 1 mL, contendo solução fixadora de formol-MAS (modified Alsèver’s solution) (BACHÉRE et al., 1988), na proporção de 2:1 (Formol MAS:
Hemolinfa). Para avaliar a presença de Bonamia sp. e Perkinsus sp., 50
µL da mistura de hemolinfa e Formol MAS foram colocados sobre uma
lâmina que, após seca, foi corada com Giemsa, coberta com lamínula e
avaliada ao microscópio de luz.
Cultivo em meio de tioglicola to de Ray (RFTM) Para esta técnica, realizada com base em RAY (1966) e no
Manual Aquático da OIE (2014), foi retirado de cada mexilhão, um par
de lamelas branquiais e o reto que foram colocados juntos em um tubo
falcon contendo meio tioglicolato. Após a amostragem de tecido, foi
adicionado o antifúngico Nistatina (10.000 U/mL) e incubado por 5 dias
ao abrigo da luz e em temperatura ambiente. Após este período, os
tecidos foram macerados sobre uma lâmina, corados com Lugol,
cobertos com lamínula e observados ao microscópio de luz. Esta técnica
é utilizada para detectar a presença do protozoário Perkinsus sp. e
também é útil para a detecção da gregarina Nematopsis sp..
Imprints de tecidos e órgãos
De acordo com o Manual Aquático da OIE (2014), para esta
técnica são utilizadas amostras (de 3 a 5 mm) de glândula digestiva, mas
neste trabalho utilizaram-se também amostras de brânquia, coração e
tecido gonádico, que foram levemente pressionadas sobre uma lâmina
de vidro. As preparações foram secas ao ar, fixadas em Metanol, coradas
com Giemsa e lavadas em água destilada. Após secagem foram cobertas
por lamínula e observadas ao microscópio de luz para verificar a
presença dos protozoários Marteilia sp. e Bonamia sp.
41
Histopatolog ia
Após ser retirado da concha, o mexilhão foi seccionado
transversalmente e retirada uma fatia (com aproximadamente 2 mm de
espessura) contendo manto, brânquia, tecido gonádico e glândula
digestiva. Esta amostra foi colocada em cassete e fixada em Solução de
Davidson marinho (BELL e LIGHTNER, 1988 e HOWARD et al., 2004).
A inclusão em parafina foi realizada conforme PAULETE-
VANRELL (1967) e o material biológico foi cortado a uma espessura de
5 µm em micrótomo com navalhas descartáveis. Os cortes foram
colocados em lâminas de vidro, corados com Hematoxilina de Harris e
Eosina (HOWARD et al., 2004) e, após receberem lamínulas,
observados ao microscópio de luz para identificação do sexo, avaliação
dos tecidos e análises patológicas.
Análise estatís tica A prevalência foi calculada de acordo com BUSH et al. (1997)
dividindo o total de hospedeiros com determinado patógeno pelo total
de hospedeiros estudados em cada local de coleta e a infestação mensal
foi calculada dividindo a quantidade de patógenos pelo número de
hospedeiros. A avaliação da infestação do trematoda Bucephalus
margaritae foi calculada por estereologia, através do uso da gratícula de
Weibel, classificando-se o grau de parasitismo em grau leve, (<5%),
moderado (5-50%) e pesado (>50%), segundo a relação entre a
quantidade de tecidos do parasita nos tecidos do hospedeiro, de acordo
com MAGALHÃES (1998).
Os dados de prevalência e infestação foram analisados através de
teste t com permutação (não paramétrico) usando multitest proc no
SAS® (WESTFALL et al., 1999), para avaliar diferenças entre locais,
estações, meses, temperatura e salinidade.
3.RESULTADOS
As medidas de comprimento dos mexilhões, coletados no período
de julho/2010 e junho/2011, apresentaram diferenças significativas
(p<0,05) entre locais, estações e meses (Tabela 2). O tamanho dos
mexilhões de Florianópolis e da Palhoça apresentou diferença
significativa (p<0,05) dos de Governador Celso Ramos, assim como o
tamanho dos mexilhões de Florianópolis apresentaram diferença
significativa dos da Penha. Agrupando os dados por estação foi
registrada diferença significativa no tamanho dos mexilhões coletados
42
no verão em relação aos coletados no outono e inverno, sem diferença
significativa entre si, e entre os coletados no outono e inverno em
relação aos da primavera. Na avaliação mensal independente do local, o
maior tamanho dos animais foi registrado em janeiro, diferente
significativamente dos demais meses, com exceção de novembro e
dezembro. O menor tamanho foi registrado no mês de julho, diferente
significativamente de outubro, novembro, dezembro, janeiro, fevereiro e
março.
Tabela 2. Comprimento médio ± desvio padrão (mm) dos mexilhões
estudados (n=2.880), avaliados por locais, estações e meses.
Local de coleta Comprimento
Palhoça 85,69 ± 11,74
Florianópolis 88,88 ± 13,96 Governador Celso Ramos 76,29 ± 18,54
Penha 80,06 ± 49,68
Estação do ano
Inverno 76,55 ± 11,63
Primavera 84,37 ± 11,71 Verão 91,98 ± 51,50
Outono 78,48 ± 13,20
Ano Mês do ano
Comprimento
2010 Jul Ago Set Out Nov Dez
71 ± 6 83 ± 12 80 ± 14 84 ± 9 89 ± 10 89 ± 87
2011 Jan Fev Mar Abr Mai Jun
100 ± 9 86 ± 17 83 ± 14 79 ± 12 74 ± 12 76 ± 12
A temperatura e a salinidade da água do mar (Figura 2) (n=12)
não apresentaram diferenças significativas entre os locais, estações do
ano e meses. A temperatura (ºC) e a salinidade (‰) médias na Palhoça
foram de 20,6 ± 3,4 e 32,0 ± 3,0; em Florianópolis foram de 20,5 ± 3,45
e 33 ± 3; em Governador Celso Ramos foram de 20,6 ± 4,22 e 33 ± 4 e,
na Penha, foram de 21,3 ± 3,79 e 33 ± 3.
43
Figura 2. Temperatura (ºC) e salinidade (‰) nos locais de coleta, durante o período da pesquisa.
Através das análises ao estereomicroscópio foram analisados
1320 mexilhões onde foram registradas 559 fêmeas, 754 machos e 7
indivíduos de sexo indeterminado (Figura 3). Para esta técnica o sexo
dos mexilhões não foi registrado, no mês de julho de 2010, nos 4 locais
de coleta. Nas análises histológicas dos 1440 mexilhões foram
registradas 662 fêmeas, 658 machos e 120 de sexo indeterminado
(Figura 4). As avaliações estatísticas mostraram que não houve
diferença significativa na taxa entre machos e fêmeas do total de
animais coletados.
44
Figura 3. Sexo dos mexilhões (%), por local de coleta, analisados através do estereomicroscópio.
Figura 4. Sexo dos mexilhões (%), por local de coleta, analisados através da histologia.
45
Através das técnicas de cultivo em meio de tioglicolato de Ray,
monocamadas de hemócitos e Imprints de tecidos e órgãos não foram
observados os protozoários de notificação obrigatória Perkinsus sp.,
Bonamia sp. e Marteilia sp. nos mexilhões cultivados nas localidades e
período estudado.
O Ciliophora do gênero Ancistrocoma (Chatton e Lwoff, 1926)
foi registrado através das análises histológicas na glândula digestiva de
um único mexilhão da Penha, na primavera no mês de setembro.
Oócitos de gregarinas do gênero Nematopsis (Schneider, 1892)
(Apicomplexa: Eugregarina) contendo um esporozoíto (Figura 5) foram
observados através das análises histológicas nas brânquias de mexilhões
(Tabela 3). As análises sobre prevalência deste patógeno não
apresentaram diferenças significativas entre locais e estações, mas
mostraram diferenças significativas (p<0,05) entre o mês de julho e os
meses de fevereiro, março, abril, maio, junho, agosto, setembro, outubro
e dezembro. A ocorrência deste parasita foi registrada em 4 mexilhões
da Penha e em 1 mexilhão de Governador Celso Ramos.
Tabela 3. Prevalência (%) e taxa de infestação médias ± desvios padrões
da gregarina Nematopsis sp. nos mexilhões analisados através da
histologia (n=360/local), avaliados por locais, estações e meses. Onde: P
= Prevalência; I = Infestação. Local de coleta Prevalência média(%) ±
DP
Infestação média
± DP
Palhoça 0 ± 0 0 ± 0
Florianópolis 0 ± 0 0 ± 0 Governador Celso Ramos 0,28 ± 0,96 2,67 ± 9,23
Penha 1,11 ± 2,17 3,63 ± 7,13
Estação do ano
Inverno 0,83 ± 1,06 12,88 ± 15,71 Primavera 0,28 ± 0,56 1,75 ± 3,50
Verão 0,28 ± 0,56 4,25 ± 8,50
Outono 0 ± 0 0 ± 0
Ano Mês do ano
Prevalência (%) / Infestação
2010 Jul Ago Set Out Nov Dez
P I P I P I P I P I P I 2,50 23,67 0 0 0 0 0 0 0,83 7 0 0
2011 Jan Fev Mar Abr Mai Jun
P I P I P I P I P I P I
0,83 17 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
46
Metacestóides do gênero Tylocephalum (Linton, 1890)
(Tetragonocephalidae) (Figura 6) foram registrados através das análises
histológicas no tecido conjuntivo dos mexilhões (Tabela 4). A
prevalência deste patógeno, durante o período do estudo, foi maior na
Penha sendo significativamente diferente (p<0,05) de Governador Celso
Ramos, Florianópolis e Palhoça, sem diferença significativa entre
estações, mas com diferença significativa (p<0,05) entre o mês de
outubro e os outros meses estudados. A taxa de infestação não
apresentou diferença significativa entre os locais, estações e meses.
Tabela 4. Prevalência (%) e taxa de infestação médias ± desvios padrões
do metacestóide Tylocephalum sp. nos mexilhões analisados através da
histologia (n=360/local), por locais, estações e meses. Onde: P =
Prevalência; I = Infestação.
Local de coleta Prevalência média(%) ±
DP
Infestação média
± DP
Palhoça 0,28 ± 0,96 0,88 ± 0,28 Florianópolis 1,11 ± 1,64 0,42 ± 0,66
Governador Celso Ramos 3,33 ± 3,48 0,63 ± 0,56 Penha 15,00 ± 6,89 1,34 ± 0,47
Estação do ano
Inverno 5,58 ± 7,61 1,07 ± 0,82 Primavera 2,78 ± 4,11 0,88 ± 0,62
Verão 5,56 ± 6,29 1,17 ± 0,21 Outono 5,56 ± 9,64 0,86 ± 0,61
Ano Mês do ano
Prevalência (%) / Infestação 2010 Jul Ago Set Out Nov Dez
P I P I P I P I P I P I
7,50 1,11 4,17 1,40 5,83 1,29 0,83 1,00 5,00 1,33 2,50 1,67
2011 Jan Fev Mar Abr Mai Jun
P I P I P I P I P I P I 7,50 1,22 3,33 1,75 5,83 1,29 6,67 1,38 5,83 1,29 4,17 1,60
Esporocistos contendo cercárias em diferentes estágios de
desenvolvimento do Trematoda Bucephalus margaritae (Ozaki e
Ishibashi, 1934) (Digenea, Bucephalidae) (Figura 7) foram observados
nos cortes histológicos no tecido gonádico dos mexilhões. A prevalência
deste patógeno, durante o período do estudo, foi maior nos mexilhões de
Florianópolis e da Palhoça sem diferença significativa entre si, mas
ambos locais, significativamente diferentes (p<0,05) da Penha e de
Governador Celso Ramos. Em relação às estações, o outono foi
47
significativamente diferente (p<0,05) do verão, inverno e primavera. Em
relação aos meses, abril e junho foram significativamente diferentes
(p<0,05) de julho, setembro, outubro, novembro e dezembro, além dos
resultados encontrados em abril terem sido significativamente diferentes
dos de fevereiro e março (Tabela 5).
Tabela 5. Prevalência média (%) ± desvio padrão e taxa de infestação
(calculada com a Gratícula de Weibel) do trematoda Bucephalus
margaritae nos mexilhões analisados através da histologia
(n=360/local), por locais e prevalências por estações e meses.
Local de coleta Prevalência média(%)
± DP
Infestação (Gratícula de Weibel)
Palhoça 14,44 ± 12,89 49,49 Florianópolis 16,11 ± 9,08 48,49
Governador Celso Ramos 1,11 ± 2,17 43,66 Penha 5,00 ± 4,38 37,80
Estação do ano Prevalência (%)
Inverno 6,39 ± 6,18
Primavera 5,00 ± 5,17 Verão 8,33 ± 7,06
Outono 16,94 ± 13,89
Ano Mês do ano
Prevalência (%)
2010 Jul Ago Set Out Nov Dez
5,00 8,33 5,83 6,67 5,00 3,33
2011 Jan Fev Mar Abr Mai Jun
10,00 7,50 7,50 20,00 12,50 18,33
Avaliando o grau de parasitismo por Bucephalus margaritae os
municípios de Palhoça e de Florianópolis apresentaram o maior número
de mexilhões parasitados tanto para o grau moderado, com 22 e 31
animais, respectivamente, quanto para o grau pesado, com 30 e 27
animais, respectivamente (Tabela 6). Para as quatro localidades
estudadas, não foram observados animais com o grau leve de
parasitismo. Os mexilhões com grau de infestação moderado estavam
com o tecido gonádico danificado e os com grau pesado, apresentavam o
tecido gonádico destruído, sem a presença de células germinativas.
48
Tabela 6. Grau de infestação por Bucephalus margaritae nos mexilhões
analisados através da gratícula de Weibel (n=360/local).
Local de coleta Quantidade de
mexilhões
parasitados
Grau de parasitismo
(número de animais)
Leve
(<5%)
Moderado
(5-50%)
Pesado
(>50%)
Palhoça 52 - 22 30
Florianópolis 58 - 31 27 Governador Celso
Ramos
4 - 3 1
Penha 18 - 13 5
A presença deste patógeno também foi observada com o auxílio
do estereomicroscópio no tecido gonádico dos mexilhões (Tabela 7). A
prevalência deste patógeno, durante o período do estudo, foi maior nos
mexilhões de Florianópolis apresentando diferença significativa
(p<0,05) em relação a Governador Celso Ramos e maior na Palhoça em
relação à Penha e a Governador Celso Ramos. Avaliando as estações, no
outono houve diferença significativa (p<0,05) do inverno, verão e
primavera. A avaliação mensal registrou que o mês de abril foi
significativamente diferente (p<0,05) de fevereiro, março, outubro,
novembro e dezembro e que o encontrado no mês de maio foi
significativamente diferente do mês de outubro.
49
Tabela 7. Prevalência média (%) ± desvio padrão do trematoda
Bucephalus margaritae nos mexilhões analisados ao estereomicroscópio
(n=360/local), por locais, estações e meses. Local de coleta Prevalência média(%) ± DP
Palhoça 9,72 ± 8,46 Florianópolis 10,83 ± 8,66
Governador Celso Ramos 1,67 ± 2,65 Penha 3,89 ± 6,00
Estação do ano
Inverno 6,67 ± 5,21 Primavera 2,78 ± 1,43
Verão 3,61 ± 3,56 Outono 13,06 ± 8,62
Ano Mês do ano
Prevalência (%)
2010 Jul Ago Set Out Nov Dez
5,83 8,33 5,83 1,67 2,50 4,17
2011 Jan Fev Mar Abr Mai Jun
5,00 2,50 3,33 15,00 12,50 11,67
Através das análises histológicas foram observados Turbelários
do gênero Urastoma (Graff, 1882) entre os filamentos branquiais (Fig.
8), nauplios (copepoditos) de copépodes do gênero Pseudomyicola
(Raffaele e Monticelli, 1885) no lumem do trato digestório (Fig. 9) e do
gênero Monstrilla (Dana, 1849) formando nódulos no tecido conjuntivo
da borda do manto (Fig. 10).
50
Figura 5 a 10. Cortes histológicos (coloração HHE) de Perna perna coletados em Santa Catarina, Brasil. Fig. 5, esporos da Gregarina Nematopsis sp. nas
brânquias; Fig. 6, larva em encapsulamento do Cestoda Tylocephalum sp. no tecido conjuntivo da glândula digestiva; Fig. 7, Trematoda Digenea, Bucephalus
margaritae no tecido gonádico (ES – esporocisto e CE – cercaria); Fig. 8, Turbelário Urastoma sp. nas brânquias; Fig. 9, náuplio do Copepoda
Pseudomyicola sp. no trato digestório e Fig. 10, copepodito do Copepoda Monstrilla sp. no tecido conjuntivo da borda do manto. Barras: 10µm (Figs. 7, 8
e 10) e 40µm (Figs. 5, 6 e 9).
Turbelários do gênero Urastoma (Fig. 11) e copépodes dos
gêneros Pseudomyicola (fig. 12) e Monstrilla (Fig. 13), também foram
51
registrados nas análises ao estereomicroscópio, em sua fase adulta e
naupliar, respectivamente.
Durante o período da pesquisa, de julho de 2010 a junho de 2011,
foram registrados, com o auxílio do estereomicroscópio, turbelários do
gênero Urastoma (524 espécimes) e copépodes dos gêneros
Pseudomyicola. (19 espécimes) e Monstrilla (13 espécimes).
Figura 11 a 13. Parasitas observados e coletados com o auxílio do
estereomicroscópio nos mexilhões Perna perna em Santa Catarina, Brasil. Fig. 11, o Turbelário Urastoma sp. nas brânquias dos mexilhões; Fig. 12, fase adulta
(fêmea) do Copepoda Pseudomyicola sp. na cavidade do manto (SO – sacos ovígeros); e Fig. 13, fase de copepodito do Copepoda Monstrilla sp. no tecido
conjuntivo da borda do manto. Barras: 40µm.
4.DISCUSSÃO
O presente trabalho foi realizado com mexilhões adultos de
tamanho adequado para serem comercializados e apresentavam medidas
semelhantes às dos animais estudados por MAGALHÃES (1998);
FERREIRA e MAGALHÃES (2003); SUÁREZ-MORALES et al.
(2010) e MEDEIROS (2013).
Durante o período da pesquisa a temperatura e salinidade da água
do mar não variaram significativamente, permanecendo em uma faixa
que favorece o desenvolvimento desta espécie de mitilídeo. De acordo
com SIDDAL (1979), Perna perna se desenvolve numa faixa ótima de
temperatura entre 18 a 30°C e, segundo SALOMÃO et al. (1980)
sobrevive a salinidades entre 19 e 44‰. Mesmo possuindo faixas
amplas de tolerância tanto para temperatura como para salinidade,
segundo MAGALHÃES (1998), alterações nestes dois fatores
ambientais podem afetar as respostas dos hospedeiros às infestações
parasitárias.
Em relação à quantidade de machos e fêmeas, os resultados tanto
na avaliação macro como microscópica confirmam a espécie Perna
perna como dióica. Não há dimorfismo sexual externo, mas ao abrir a
52
concha é possível fazer a distinção pela coloração do manto, vermelho
nas fêmeas e branco nos machos.
A histologia também auxilia na classificação do sexo dos
animais. O alto número de mexilhões com sexo indeterminado deve-se
ao intenso grau de bucefalose apresentado por esses animais.
Devido ao registro de mortalidades de Perna perna em 2009, os
tecidos e órgãos dos mexilhões desta pesquisa, foram processados
através dos protocolos para detecção de doenças de notificação
obrigatória em outros moluscos bivalves, recomendadas pela OIE.
Como os resultados destas análises foram negativos para os protozoários
Perkinsus sp., Bonamia sp. e Marteilia sp., é possível afirmar que estas
doenças não ocorrem nos cultivos desta espécie de mitilídeo, até a
presente data.
As análises registraram a presença do protozoário Apicomplexa,
Nematopsis sp. em prevalências e taxas de infestação muito baixas em
relação ao que foi visto por NASCIMENTO et al. (1986) em
Crassostrea rhizophorae e por MATOS et al. (1998) em Mytella guyanensis. Já estudo realizado por DA SILVA et al. (2012) com
mexilhões do estado de Santa Catarina, registrou a presença de oocistos
deste parasita em apenas um P. perna, corroborando os dados
encontrados na atual pesquisa onde foram registrados nas brânquias de
apenas cinco mexilhões.
A prevalência de larvas do cestóide Tylocephalum sp. registrada
na Palhoça e em Florianópolis corroboram com a encontrada por DA
SILVA et al. (2012), em estudo com P. perna na localidade de Serraria,
São José,SC, onde foi registrada 1,25%.
O Trematoda B. margaritae é causador da doença denominada de
bucefalose ou enfermidade laranja, devido à intensa ramificação dos
esporocistos contendo cercárias em diferentes estágios de formação, em
estudos realizados com Perna perna de Santa Catarina (MAGALHÃES,
1998; COCHÔA e MAGALHÃES, 2008; MARCHIORI et al., 2010 e
MEDEIROS, 2013). A fase adulta deste Trematoda foi registrada no
intestino de várias espécies de peixes carnívoros e seus ovos podem ser
ingeridos ou sua fase de miracídeo, contendo células indiferenciadas,
pode produzir várias gerações de esporocistos, antes de produzir a
cercária, dentro do hospedeiro (MAGALHÃES, 1998). É considerado o
principal parasita de P. perna, pois provoca a castração do animal
devido à substituição do tecido germinativo do hospedeiro pelo tecido
do parasita BOWER et al. (1994), DA SILVA et al. (2002) e COCHÔA
e MAGALHÃES (2008). No presente estudo isto foi confirmado.
53
Pesquisas realizadas com Perna perna de Florianópolis/SC, as
maiores prevalências de bucefalose foram registradas nos meses do
outono, corroborando com pesquisa realizada por COSTA (2007), que
registrou os maiores picos de infestação nos meses de abril, maio e
junho. Já nas pesquisas realizadas por DA SILVA et al. (2002) e por
COCHÔA e MAGALHÃES (2008), as maiores prevalências deste
parasita ocorreram no inverno.
A mitilicultura catarinense tem sofrido, nos últimos anos, com a
falta de “sementes” (jovens mexilhões). A baixa captação de sementes
em coletores manufaturados tem, como uma das causas, a bucefalose
nos adultos, impedindo a reprodução e formação das larvas
planctônicas.
A comparação dos resultados de bucefalose nos mexilhões,
obtida a partir do estudo macro e microscópico, corroboram o
encontrado por GARCIA e MAGALHÃES (2008), em
Florianópolis/SC. A análise histológica permite detectar a bucefalose
com maior precisão, ampliando os valores de prevalência. No total,
neste estudo, o número de mexilhões com bucefalose foi 40,4% superior
nos diagnosticados através da histologia do que através do
estereomicroscópio. Todavia, os estudos através das duas técnicas
apresentaram a mesma tendência nos resultados, tanto em relação aos
locais, como nas épocas do ano.
Em relação ao tamanho do hospedeiro, foi visto nesta pesquisa
que os mexilhões maiores apresentaram maiores valores de prevalência
deste parasita, tanto nas análises ao microscópio de luz como ao
estereomicroscópio. Em pesquisa realizada por LASIAK (1989) e
MAGALHÃES (1988), foi visto que mexilhões com menos de 30 mm
de comprimento não eram parasitados por esse trematoda. Na mesma
pesquisa, MAGALHÃES (1988) observou que mexilhões medindo entre
30 e 40 mm eram parasitados, entre 60 e 70 mm sofriam um parasitismo
intenso e os maiores de 70 mm eram pouco parasitados.
Nesta pesquisa, o Turbelário do gênero Urastoma foi registrado
em prevalências inferiores ao observado por SUÁREZ-MORALES et al. (2010), que registrou uma prevalência de 100% deste parasita em P.
perna cultivado na Penha (SC). Este parasita mostrou não provocar
lesões nos filamentos branquiais. Já pesquisas realizadas por
ROBLEDO et al. (1994) com Mytilus galloprovincialis na Espanha,
CÁCERES-MARTÍNEZ et al. (1998) com M. galloprovincialis e M. californianus no México, consideram este Turbelário como parasita
causador de grandes injúrias às brânquias destes bivalves em cultivos
comerciais.
54
Ficou evidenciado que o Trematoda Bucephalus margaritae em
grau de parasitismo moderado e pesado causa a destruição do tecido
gonádio dos mexilhões, sendo o único com potencial de interferência na
mitilicultura. Com a destruição progressiva do tecido gonádico, este
parasita afeta a reprodução do bivalve, acarretando a redução da
captação de sementes no meio ambiente.
Os demais organismos registrados no presente estudo não
mostraram causar danos ao seu hospedeiro.
5.CONCLUSÕES
As enfermidades de notificação obrigatória não estão presentes nos
cultivos de mexilhões Perna perna, no Estado de Santa
Catarina;
A bucefalose ou enfermidade laranja, provocada pelo Trematoda
Bucephalus margaritae é a patologia que mais preocupa por
provocar a castração parasitária do mexilhão;
Os demais organismos registrados durante o período da pesquisa e
na densidade de ocorrência, não são causadores de
mortalidades;
A continuidade dessas pesquisas se faz necessária com a
finalidade de monitorar os patógenos nos cultivos de moluscos
e de reconhecer problemas de saúde animal.
6.AGRADECIMENTOS
Os autores agradecem à Fundação de Amparo à Pesquisa e
Inovação do Estado de Santa Catarina - FAPESC, pelo apoio financeiro
recebido através do Projeto 17287/2009-1 e aos mitilicultores que
forneceram os mexilhões para esta pesquisa.
7.REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
BACHERE, E.; CHAGOT, D.; GRIZEL H. 1988 Separation of
Crassostrea gigas hemocytes by density gradient centrifugation and
counterflow centrifugal elutriation. Developmental & Comparative Immunology, 12: 549-559.
BELL, T.A. e LIGHTNER, D.V. 1988 A handbook of normal penaeid
shrimp histology. Baton Rouge, World Aquaculture Society. 107 p.
55
BOEHS, G., MAGALHÃES, A.R.M., SABRY, R.C.; CEUTA, L.O.
2012 Parasitos e patologias de bivalves marinhos de importância
econômica da costa brasileira. In: SILVA-SOUZA, A.T; LIZAMA,
M.A.P.; TAKEMOTO, R.M. Patologia e sanidade de organismos aquáticos. ABRAPOA. 404 p.
BOWER, S.M.; MCGLADDERY, S.E.; PRICE, I.M. 1994 Synopsis of
infection diseases and parasites of commercially exploited shellfish.
Annual Review of Fish Diseases, 4: 1–199.
BUSH, A. O.; LAFFERTY, K. D.; LOTZ, J. M.; SHOSTAK, A. W.
1997 Parasitology meets ecology on its own terms Margolis et al.
revised. Journal of Parasitology, 83(4): 575-583.
CÁCERES-MARTÍNEZ, J.A.; VÁSQUEZ-YEOMANS, R.; SLUYS R..
1998 The turbellarian Urastoma cyprinae from Edible mussels Mytilus galloprovincialis and Mytilus californianus in Baja California, NW
Mexico. Journal of Invertebrate Pathology, 72: 214-219.
COCHÔA, A.R. e MAGALHÃES, A.R.M. 2008 Perdas de sementes de
mexilhões Perna perna (L., 1758), cultivados na baía norte – Ilha de
Santa Catarian/SC. Boletim do Instituto de Pesca, São Paulo, 34(1): 1-
10.
COSTA, R.L. 2007 Prevalência de enfermidades e histopatologia de
Perna perna (Mollusca) em Florianópolis/SC, Brasil. Florianópolis.,
31f. (Dissertação de Mestrado. Departamento de Aquicutura, UFSC).
DA SILVA, P.M.; MAGALHÃES A.R.M.; BARRACCO; M.A. 2002
Effects of Bucephalus sp. (Trematoda: Bucephalidae) on Perna perna
mussels from a culture station in Ratones Grande Island, Brazil. Journal of Invertebrate Pathology, 79(3): 154-162.
DA SILVA, P.M.; MAGALHÃES; A.R.M.; BARRACCO, M.A. 2012
Pathologies in commercial bivalve species from Santa Catarina State,
southern Brazil. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdon, 92: 571–579.
DOS SANTOS, A.A.; NOVAES, A.L.T.; SILVA, F.M.; SOUZA, R.V.;
COSTA, S.W.; GUZENSKI, J. 2012 Síntese Informativa da Maricultura
2012. URL: <http://www.epagri.sc.gov.br/wp-content/uploads/2013
/08/Sintese_informativa_da_maricultura_2013.pdf>
56
EPAGRI – Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de
Santa Catarina. 2015 URL:
<http://www.epagri.sc.gov.br/?page_id=657>
FERREIRA, J.F e MAGALHÃES, A.R.M. 2003 Cultivo de mexilhões –
Instruções e Ajuda. Laboratório de Cultivo de Moluscos Marinhos.
Universidade Federal de Santa Catarina.
GALVÃO, M.S.N.; HENRIQUES, M.B.; PEREIRA, O. M.;
MARQUES, H.L.A. 2006 Ciclo reprodutivo e infestação parasitária de
mexilhões Perna perna (LINNAEUS, 1758). Boletim do Instituto de
Pesca, 32(1): 59 – 71.
GARCIA, P. e MAGALHÃES, A.R.M. 2008 Protocolo de
idfentificação e quantificação de bucefalose (enfermidade laranja) em
mexilhões Perna perna. Boletim do Instituto de Pesca, 34(1): 11 – 19.
HOWARD, D.W.; LEWIS, E.J.; KELLER, B.J.; SMITH, C.S. 2004
Histological techniques for marine bivalve mollusks and crustaceans. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS, Oxford, 5: 1-218.
ITIS – Integrad Taxonomic Information System. 2014 URL:
<http://www.itis.gov>
LIMA, F.C.; ABREU M.G.; MESQUITA, E.F.M. 2001 Monitoramento
histopatológico de mexilhão Perna perna da Lagoa de Itaipu, Niterói,
RJ. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, 53: 203-
206.
LUNETTA, J.E. 1969 Fisiologia da reproduçao de mexilhões (Mytilus perna) (Mollusca: Lamellibranchia). Boletim da Faculdade de Filosofia,
Ciências e Letras, Universidade de São Paulo, 26: 33-111.
MAGALHÃES, A.R.M. 1998 Efeito da parasitose por trematoda
Bucephalidae na reprodução, composição bioquímica e índice de condição do mexilhão Perna perna (L.). 185f. (Tese de Doutorado.
Instituto de Biociências, Universidade de São Paulo).
MAGALHÃES, A.R.M. e FERREIRA, J.F. 2006 Patologias e manejo
em malacocultura. In: SILVA-SOUZA, A.T. Sanidade de Organismos
Aquáticos no Brasil. ABRAPOA. 387 p.
57
MARCHIORI, N.C.; MAGALHÃES, A.R.M.; PEREIRA JR., J. 2010
The life cycle of Bucephalus margaritae Ozaki&Ishibashi, 1934
(Digenea, Bucephalidae) from the coast of Santa Catarina State, Brazil.
Acta Scientiarum Biological Sciences, 32: 71-78.
MATOS, E.; CORRAL, L.; MATOS, P. 1998 Estrutura fina do oocisto
do gênero Nematopsis (Apicomplexa; Gregarinia) parasita do mexilhão
Mytella guyanensis (Bivalvia) do estuário do Rio Amazonas. In:
ENCONTRO BRASILEIRO DE PATOLOGISTAS DE
ORGANISMOS AQUÁTICOS, 5 / ENCONTRO LATINO-
AMERICANO DE PATOLOGISTAS DE ORGANISMOS
AQUÁTICOS, 1. Anais... Maringá. p.102. (Resumo).
MEDEIROS, S.C. 2013 Bucefalose no cultivo de mexilhões: relação do
parasita com os hospedeiros iniciais. Florianópolis, SC. 68f.
(Dissertação de Mestrado. Departamento de Aquicultura, UFSC).
NASCIMENTO, I.A.; SMITH, D.H.; KERN II, F.; PEREIRA, S.A.
1986 Pathological findings in Crassostrea rhizophorae from Todos os
Santos Bay, Bahia, Brazil. Journal Invertebrate Pathology, 47: 340-349.
OIE - Organização Mundial de Sanidade Animal. 2014 Código Sanitário
para os Aminais Aquáticos. URL:
<http://www.oie.int/esp/OIE/es_about.htm>
PAULETE-VANRELL, J. 1967 Guia de Técnica Microscópica.
Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras de São Leopoldo, São
Leopoldo. não paginado.
RAY, S.M. 1966 A review of the culture method of detecting
Dermocystidium marinum with suggested modifications and
precautions. Proceedings of the National Shellfisheries Associattion, 54:
55–69.
RIOS, E.C. 2009 Compendium of brazilian sea shells. Rio Grande, RS:
Evangraf. 676 p.
ROBLEDO J.A.F.; CÁCERES-MARTÍNEZ, J.; SULUYS, R.;
FIGUERAS, A. 1994 The parasitic turbellarian Urastoma cyprinae
(Platyhelminthes: Urastomidae) from blue mussel Mytilus
58
galloprovincialis in Spain: occurrence and pathology. Diseases of
Aquatic Organisms, 18: 203–210.
SALOMÃO, L.C.; MAGALHÃES, A.R.M.; LUNETTA, J.E. 1980
Influência da salinidade na sobrevivência de Perna perna (Mollusca:
Bivalvia). Boletim de Fisiologia Animal. Universidade de São Paulo, 4: 143-152.
SIDDALL, S.E. 1979 Effects of temperature and salinity on
metamorphosis in two tropical mussels. 70º Annual Meeting of the National Shellfisheries Association; NewOrleans, LA (USA): 69-199.
SUÁREZ-MORALES, E.; SCARDUA, M.P.; DA SILVA, P.M. 2010
Occurrence and histopathological effects of Monstrilla sp.
(Copepoda:Monstrilloida) and other parasites in the brown mussel
Perna perna from Brazil. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom, 90: 953–958.
UMIJI, S. 1969 Neurosecreção em Mytilus perna (Molusco
Lamelibrânquio). Boletim da Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras, Universidade de São Paulo, 26: 181-254.
UMIJI, S.; LUNETTA, J.E.; LEONEL; R.M.V. 1976 Infestation of the
mussel Perna perna by digenetic trematodes of the bucephalidae family
genus Bucephalus. Anais da Academia Brasileira de Ciências, 47: 115-
117.
Westfall PH, Tobias RD, Rom D, Wolfinger RD, Hochberg Y (1999)
Multiple Comparisons and Multiple Tests using the SAS® System,
SAS Books by Users, to appear
59
CAPÍTULO III
PRIMEIRO REGISTRO DO COPÉPODE Pseudomyicola
spinosus EM MEXILHÕES PERNA PERNA DE
CULTIVO
O artigo será enviado para publicação no periódico
Diseases of Aquatic Organisms , tendo s ido redigido
segundo as normas da referida revista cientí fica.
60
PRIMEIRO REGISTRO DO COPÉPODE
PSEUDOMYICOLA SPINOSUS EM MEXILHÕES Perna
perna DE CULTIVO
Ana Lúcia CARNEIRO-SCHAEFER*, Simone SÜHNEL, Aimê Rachel
Magenta MAGALHÃES
Núcleo de Estudos em Patologia Aquícola, Centro de Ciências Agrárias
(CCA), Universidade Federal de Santa Catarina (UFSC). Rodovia
Admar Gonzaga, 1346, 88040-900, Florianópolis, Santa Catarina (SC),
Brasil. e-mail: [email protected]
Resumo
Este é o primeiro estudo que descreve a ocorrência do copépode da
espécie Pseudomyicola spinosus em cultivos de mexilhões Perna perna nos municípios catarinenses de Palhoça, Florianópolis, Governador
Celso Ramos e Penha. A fase adulta deste parasita foi coletada, na
cavidade do manto, com maior prevalência e taxa de infestação nos
mexilhões de Florianópolis (3,33% e 1,08). Já as fases naupliares foram
registradas através das análises dos cortes histológicos, fazendo parte do
trato digestório, com maior prevalência nos mexilhões da Penha
(17,78%) e maior taxa de infestação nos mexilhões da Palhoça (1,19).
As análises evidenciaram a maior prevalência de adultos no outono
(2,22%) e de fases naupliares no verão (16,67%). Mesmo em situações
de maior prevalência e infestação, não há evidências de danos
histopatológicos no hospedeiro.
Plavras-chave: Patologia, moluscos, mitilicultura, Myicolidae.
61
Abstract
This is the first study describing the occurrence of copepod species
Pseudomyicola spinosus in culture of the mussel Perna perna in the
municipalities of Santa Catarina Palhoça, Florianópolis, Governador
Celso Ramos and Penha. The adult stage of the parasite was collected in
the mantle cavity, with higher prevalence and infestation rate in mussels
from Florianópolis (3.33% and 1.08). Already the naupliar phases were
registered through the analysis of histological sections, part of the
digestive gland, with higher prevalence in mussels from Penha (17.78%)
and higher infestation rate in mussels from Palhoça (1.19). The analyzes
showed the highest prevalence of adults in the fall (2.22%) and naupliar
phases in summer (16.67%). Even in situations of higher prevalence and
infestation, no histopathological evidence of damage on the host.
Keywords: Pathology, molluscs, mytiliculture, Myicolidae.
62
1.INTRODUÇÃO
A Sub-Classe Copepoda, que pertence à Classe Maxillopoda e
esta, ao Sub-Filo Crustacea, possui em torno de 14.000 espécies (ITIS,
2015). Alimentam-se do fitoplâcnton e são os principais consumidores
primários das comunidades planctônicas, formando a base da cadeia
trófica pelágica. Possuem reprodução sexuada e ao eclodir do ovo são
chamados de náuplio, apresentando 5 a 6 estágios onde o corpo não é
segmentado. Na próxima fase do desenvolvimento são chamados de
copepoditos, onde possuem corpo segmentado, completando seu
desenvolvimento e se transformando em adulto (Meirinho, 2001). De
acordo com Huys e Boxshall (1991), são classificados em 10 Ordens,
onde metade destas contém exclusivamente espécies parasitas e
simbiontes, incluindo a ordem Poecilostomatoida, da qual faz parte o
copépode da família Myicolidae, Pseudomyicola spinosus (Raffaele &
Monticelli,1885).
Com o incremento do cultivo de moluscos bivalves, pesquisas
têm sido realizadas com foco em parasitas, sendo a ocorrência do
copépode P. spinosus relatada (Tabela 1) em diversas espécies de
mitilídeos, sem registros em bivalves das águas costeiras brasileiras.
No presente estudo foi avaliada a ocorrência de copépodes do
gênero Pseudomyicola em mexilhões Perna perna (Linnaeus, 1758)
cultivados em quatro municípios produtores, no litoral de Santa
Catarina, Brasil.
63
Tabela 1 . Estudos realizados com mitilídeos, relatando a ocorrência
do copépode Pseudomyicola spinosus.
Espécie de bivalve Origem Local Tecido/órgão
parasitado Autores
Mytilus edulis
(Linnaeus, 1758)
Ambiente
natural
França Glândula digestiva Kleeton
(1964)
Holanda - Stock (1965)
Arcachon,
França - Humes (1968)
Ilha de Sado,
Japão Cavidade do manto
Ho
(1980) Suzu, Japão
Cavidade do manto
Esôfago
Yokosuka
Harbor, Japão Cavidade do manto
Kajihara &
Nakamura (1985)
Estreito da
Korea e Mar do
Japão
Cavidade do manto Kim (2004)
Mytilus
galloprovincialis
(Lamarck, 1819)
Ambiente
natural
Toulon e Etang
de Thau, França Intestino
Humes (1968)
Banyuls, França Intestino
Yokosuka
Harbor, Japão Cavidade do manto
Kajihara &
Nakamura (1985)
Cultivo
Baixa
Califórnia,
México
Cavidade do manto Cáceres-Martínez
et al. (1996)
Cultivo
Baixa
Califórnia,
México
Brânquias
Cavidade do manto
e trato digestório
Olivas-Valdez &
Cáceres-Martínez
(2002)
Mytilus californianus
(Conrad, 1837)
Cultivo
Baixa
Califórnia,
México
Cavidade do manto Cáceres-Martínez
et al. (1996)
Ambiente
natural
Baixa
Califórnia,
México
Cavidade do manto
Cáceres-Martínez
& Vásquez-
Yeomans (1999)
Septifer bifurcatus
(Conrad, 1837)
Ambiente
natural
Baixa
Califórnia,
México
Cavidade do manto
Cáceres-Martínez
& Vásquez-
Yeomans (1999)
Septifer virgatus
(Wiegmann, 1837)
Ambiente
natural
Sirahama, Japão Cavidade do manto Ho
(1980)
Japão - Do & Kajihara
(1986)
64
2.MATERIAL E MÉTODO
Locais de coletas
Durante o período de julho de 2010 a junho de 2011, foram
amostrados mensalmente 240 mexilhões ao longo da costa do estado de
Santa Catarina, sul do Brasil. As amostragens (n=60 por local) foram
realizadas em cultivos comerciais localizados nos municípios de
Palhoça (27º45’23”S, 48º37’07”W), Governador Celso Ramos
(27º22’16”S, 48º33’43”W) e Penha (26º46’59”S, 48°36’17”W) e em
cultivo experimental (UFSC) no município de Florianópolis
(27º29’27”S, 48º32’23”W), totalizando 2.880 animais. Nos dias das
coletas dos mexilhões também foram aferidos os dados de salinidade,
através da média de 3 amostras de água do mar, com o auxílio de
salinômetro Alfakit. A temperatura foi registrada ao final de cada coleta
com o auxílio de um termômetro de mercúrio que permaneceu submerso
a uma profundidade de 1m.
As coletas foram realizadas em 05 cordas pré-determinadas e os
animais transportados em caixas de isopor até o Núcleo de Estudos em
Patologia Aquícola (NEPAQ), do Departamento de Aquicultura, da
Universidade Federal de Santa Catarina. Para avaliar a presença de
copépodes, do total de mexilhões coletados, 1.440 mexilhões foram
analisados ao estereomicroscópio e os outros 1.440 mexilhões à
histopatologia.
Avaliação ao estereomicroscópio
Para observação ao estereomicroscópio, os mexilhões foram
abertos e avaliados quanto à presença de copépodes e anomalias no
tecido dos mexilhões.
Os copépodes coletados foram preservados conforme protocolo
específico, sendo uma parte dos copépodes preservada para fotografia ao
microscópio de contraste diferencial de fase (DIC) e o restante para
microscopia eletrônica de varredura (MEV).
- Fotografia ao microscópio de contraste diferencial de fase
(DIC)
Para esta técnica os copépodes foram fixados em formol 5%
neutro, transferidos para álcool 70%, clarificados e montados com o uso
do polyvinyl-lactophenol. Essa substância dilui os tecidos internos,
65
preservando o exoesqueleto para medições e observações de peças e
ornamentos que auxiliam na classificação da espécie (National Museum
of Natural History, Smithsonian Institution, 2014).
- Microscopia eletrônica de varredura (MEV)
Para MEV, os copépodes foram fixados com Glutaraldeído,
lavados com Cacodilato de Sódio, desidratados em série alcoólica
crescente, passados pelo Ponto Crítico, montados em Stubs, cobertos por
ouro e fotografados em microscópio eletrônico de varredura (JEOL
JSM-6390LV), conforme Dawes 1971, Hayat 1972 e Dykstra 1993, no
Laboratório Central de Microscopia Eletrônica da UFSC.
Histopatolog ia
Os tecidos dos mexilhões foram seccionados em fatias de 2 mm
de espessura de acordo com Howard & Smith (1983) and Howard et al.
(2004), colocados em cassetes pré-identificados, fixados em Solução de
Davidson (Bell & Lightner, 1988), desidratados em série crescente de
álcool e incluídos em parafina conforme Paulete-Vanrell (1967). Os
cortes com 5 µm de espessura foram feitos no micrótomo (LUPE, MRP-
03) de navalhas descartáveis, montados em lâminas, corados com
Hematoxilina de Harris e Eosina (Howard & Smith, 1983). Receberam
lamínulas coladas com Erv-Mount e foram analisados e fotografados no
microscópio de luz.
Cada corte histológico foi analisado com a finalidade de registrar
o sexo do bivalve, número e estágio de desenvolvimento dos copépodes
e possíveis danos aos tecidos.
Análise estatís tica
Com os dados coletados, foi analisada a prevalência e infestação
do copépode por local de coleta, estação do ano e mês. A prevalência foi
calculada de acordo com Bush et al. (1997) dividindo o total de
hospedeiros com determinado patógeno pelo total de hospedeiros
estudados em cada local de coleta e a infestação mensal foi calculada
dividindo a quantidade de patógenos pelo número de hospedeiros. Os
dados de prevalência e infestação foram analisados através de teste t
com permutação (não paramétrico) usando multitest proc no SAS®
(Westfall et al., 1999), para avaliar diferenças entre locais, estações,
meses, temperatura e salinidade.
66
Os dados de temperatura, salinidade e comprimento dos
mexilhões e copépode são apresentados com valores de média e desvio
padrão.
3.RESULTADOS
Ao longo do período experimental, os dados de temperatura e
salinidade foram semelhantes nos quatro locais de coletas, com médias
de 20,6 ± 3,4ºC e 32 ± 3‰ na Palhoça, 20,5 ± 3,4ºC e 33 ± 3‰ em
Florianópolis, 20,6 ± 4,2ºC e 33 ± 4‰ em Governador Celso Ramos e
21,3 ± 3,8ºC e 33 ± 3‰ em Penha. Ambos os parâmetros não
apresentaram diferença estatística entre os locais de estudo.
Os mexilhões que foram analisados através das técnicas de
histologia apresentaram comprimento médio de 85,69 ± 11,74 mm para
os animais da Palhoça, 88,88 ± 13,96 mm para Florianópolis, 76,29 ±
18,54 mm para Governador Celso Ramos e 80,06 ± 49,68 mm para
Penha.
As análises estatísticas dos comprimentos dos mexilhões por
locais registraram diferenças significativas (p<0,05) dos mexilhões de
Governador Celso Ramos em relação aos da Palhoça e Florianópolis.
Analisando o comprimento dos mexilhões em relação às estações do
ano, foram constatadas diferenças (p<0,05) estatísticas entre o verão em
relação ao outono e inverno. Nas análises dos comprimentos em relação
aos meses foram observadas diferenças significativas (p<0,05) do mês
de janeiro em relação a abril e setembro; de maio e junho em relação a
janeiro, novembro e dezembro; de julho em relação a janeiro, fevereiro,
março, abril, agosto, setembro, outubro, novembro e dezembro; de
agosto em relação a janeiro e novembro.
Copépodes analisados ao estereomicroscópio
Copépodes (n=19), na fase adulta, de vida livre, foram coletados
na cavidade do manto dos mexilhões P. perna.
Do total de copépodes coletados, 10 fêmeas foram fotografadas e
medidas no DIC. Estas estavam em sua fase reprodutiva e carregavam
sacos ovígeros com cerca de 20 ovos cada (Figura 1). A média de seus
comprimentos foi de 870 ± 70 µm (maior tamanho de 980 e menor de
740 µm) e a média das larguras foi de 260 ± 30 µm (maior tamanho de
300 e menor de 220 µm). A antena 1 possui 6 segmentos (Figura 2) e a
antena 2 (Figura 3) 3 segmentos, com número variável de espículas no
terceiro segmento (de 12 a 20 espículas). O rostro e a região oral são
67
apresentados nas figuras 4 e 5, respectivamente. A parte final do urossoma
(Figura 6) possui dois ramos caudais (Figura 7), com características
correspondentes aos copépodes da Ordem Poecilostomatoida.
As fotografias feitas ao microcópio de contraste diferencial de
fase (DIC) possibilitaram a realização de desenhos (Figura 8),
imprescindíveis para a identificação da espécie do copépode, onde foi
possível visualizar os pares de antena 1 e 2, o 1, 2, 3, 4 e 5º pares de
apêndices e o ramo caudal.
Figura 1 a 7. Espécimens de Pseudomyicola spinosus, coletada em mexilhões Perna perna cultivados em Santa Catarina, Brasil, utilizando técnica Polyvinil-
Lactofenol e fotografia ao microscópio de contraste diferencial de fase. Fig 1. Vista dorsal de fêmea de copépode (seta: sacos ovígeros) (Barra: 200 µm). Fig
2. Detalhe da antena 1 (setas indicando os 5 segmentos) (Barra: 32 µm). Fig 3. Detalhe da antena 2 (setas indicando os 3 segmentos) (Barra: 32 µm). Fig 4.
Detalhe do rostro (Barra: 20µm). Fig 5. Detalhe da região oral (Barra: 20 µm). Fig 6. Detalhe do urossoma (seta) (Barra: 130 µm). Fig 7. Detalhe dos ramos
caudais e segmento anal (Barra: 32 µm).
68
Figura 8. Representação esquemática de fêmea de Pseudomyicola spinosus, em
vista ventral, com detalhes das antenas 1 e 2 e dos apêndices 1, 2, 3, 4 e 5 e do ramo caudal que são estruturas que caracterizam esta espécie de copépode.
69
Os outros 9 exemplares coletados no esteriomicroscópio foram
tratados para Microscopia Eletrônica de Varredura, produzindo imagens
que também auxiliaram na identificação da espécie. Na figura 9 é
possível identificar, no cefalotórax, a presença dos pares de antena 1 e 2
com suas segmentações características, a região oral e os 5 pares de
apêndices. Já no urossoma, a presença do segmento anal e dos ramos
caudais.
Figura 9. Fêmea de Pseudomyicola spinosus sem sacos ovígeros coletados em mexilhões Perna perna cultivados em Santa Catarina, Brasil. Técnica
Microscopia Eletrônica de Varredura. Vista ventral com setas indicando as principais estruturas.
Histopatolog ia
As fases naupliares destes copépodes, apresentando comprimento
médio de 107,70 ± 28,14 µm foram registradas através das análises dos
cortes histológicos nas gônadas, brânquias, glândulas digestivas e
lúmem do estômago dos mexilhões (Figuras 10 a 13).
70
Figura 10 a 13. Náuplios de Pseudomyicola spinosus registrados através das análises das lâminas histológicas nos mexilhões Perna perna cultivados em
Santa Catarina, Brasil. Fig 10. Náuplio no lúmem do estômago (comprimento = 94,40 µm). Fig 11. Náuplio entre os filamentos branquiais (comprimento =
87,56 µm). Fig 12. Náuplio no tecido gonádico de um mexilhão macho (comprimento = 88,04 µm). Fig 13. Último estádio de copepodito no tecido da
glândula digestiva (comprimento = 170,18 µm). Coloração: HHE. Barras: 40µm (Figs. 10 a 12); 100 µm (Fig. 13). 10 a 13.
Durante o período da pesquisa não foram observadas alterações
macroscópicas nem mortalidades nos mexilhões onde este parasita foi
registrado em suas fases naupliares.
O maior número de copepoditos, 175 (12%), foi registrado no
trato digestório fazendo parte do conteúdo estomacal dos mexilhões, 5
(0,35%) entre os filamentos branquiais e 3 (0,21%) nas gônadas e os
estágios pré-emergentes destes parasitas, no tecido conjuntivo da
glândula digestiva de dois mexilhões, onde não foram observadas
infiltrações hemocitárias.
71
Prevalência e infestação
A prevalência deste patógeno, em sua fase adulta, amostrado ao
estereomicroscópio por locais, registrou diferenças significativas
(p<0,05) dos mexilhões de Florianópolis em relação aos de Governador
Celso Ramos e Penha, entre o outono e as outras estações e entre os
meses de abril, junho e dezembro e os outros meses. As análises das
taxas de infestações não apresentaram diferenças significativas entre os
locais, estações e os meses do ano (Tabela 2).
Tabela 2. Prevalência (%) e taxa de infestação médias ± desvios padrões
do copépode Pseudomyicola spinosus, em sua fase adulta, nos
mexilhões analisados através do estereomicroscópio (n=360/local),
avaliados por locais, estações e meses. Onde: P = Prevalência; I =
Infestação. Local de coleta Prevalência média(%)
± DP
Infestação média(%)
± DP
Palhoça 0,83 ± 1,50 0,25 ± 0,45
Florianópolis 3,33 ± 3,76 0,61 ± 0,54 Governador Celso Ramos 0,56 ± 1,92 0,08 ± 0,28
Penha 0,28 ± 0,96 0,08 ± 0,28
Estação do ano
Inverno 0,56 ± 0,64 0,50 ± 0,57 Primavera 0,83 ± 1,06 0,50 ± 0,57
Verão 1,39 ± 2,10 0,50 ± 0,57 Outono 2,22 ± 3,14 0,54 ± 0,62
Ano Mês do ano
Prevalência (%) / Infestação
2010 Jul Ago Set Out Nov Dez
P I P I P I P I P I P I 1,67 1,00 0 0 0 0 0 0 0 0 2,50 1,00
2011 Jan Fev Mar Abr Mai Jun
P I P I P I P I P I P I 0,83 1,00 1,67 1,00 1,67 1,00 3,33 1,25 0,83 1,00 2,50 1,00
As análises de prevalências deste patógeno, em suas fases
naupliares, amostrado por histopatologia por locais registraram
diferenças significativas (p<0,05) dos mexilhões da Penha em relação
aos de Governador Celso Ramos, Palhoça e Florianópolis. Analisando a
prevalência entre as estações do ano, foram constatadas diferenças
(p<0,05) estatísticas entre os resultados obtidos durante o verão em
relação à primavera, o inverno e o outono. Em relação aos meses foram
observadas diferenças significativas (p<0,05) dos meses de janeiro e
72
fevereiro em relação a março, abril, junho, agosto, setembro e outubro e
de fevereiro em relação a maio e julho. As análises das taxas de
infestações não apresentaram diferenças significativas entre locais,
estações e meses do ano (Tabela 3).
Tabela 3. Prevalência (%) e taxa de infestação médias ± desvios padrões
do copépode Pseudomyicola spinosus, em suas fases naupliares, nos
mexilhões analisados através da histologia (n=360/local), avaliados por
locais, estações e meses. Onde: P = Prevalência; I = Infestação. Local de coleta Prevalência média(%)
± DP
Infestação média(%)
± DP
Palhoça 7,50 ± 10,83 0,59 ± 0,63
Florianópolis 5,56 ± 5,74 0,71 ± 0,75 Governador Celso Ramos 7,78 ± 6,40 1,07 ± 0,64
Penha 17,78 ± 16,35 1,42 ± 0,97
Estação do ano
Inverno 6,94 ± 4,83 1,21 ± 0,41 Primavera 9,44 ± 1,92 1,55 ± 0,44
Verão 16,67 ± 12,20 1,21 ± 0,15
Outono 5,56 ± 5,05 0,92 ± 0,66
Ano Mês do ano
Prevalência (%) / Infestação 2010 Jul Ago Set Out Nov Dez
P I P I P I P I P I P I 9,17 1,18 6,67 2,00 5,00 1,00 3,33 1,00 10,83 1,15 14,17 2,00
2011 Jan Fev Mar Abr Mai Jun
P I P I P I P I P I P I 19,17 1,39 25,83 1,06 5,00 1,17 6,67 1,25 7,50 1,11 2,50 1,33
4.DISCUSSÃO
Invertebrados são os hospedeiros que mais possuem copépodes
parasitas, a maioria da ordem Poecilostomatoida, que inclui a família
Myicolidae e esta, a espécie P. spinosus (Humes, 1994; Kim, 2004;
Huys et al. 2006).
A identificação da espécie de copépode P. spinosus, coletada nos
mexilhões cultivados em Santa Catariana, foi realizada através das
análises dos cortes histológicos, fotografias de exemplares e peças
individualizadas ao microscópio de contraste diferencial de fase (DIC),
as quais possibilitaram sua caracterização morfológica.
De acordo com Humes (1968), o corpo P. spinosus é dividido em
prossoma (cefalossoma e metassoma) e urossoma. No cefalossoma está
o par de antenas 1 ou antênulas, com seis segmentos e o par de antenas 2
73
ou simplesmente antenas com tres segmentos, sendo que o 1º segmento
possui de 12 a 20 espículas. Nesta parte do corpo também estão
localizadas a mandíbula, 1ª e 2ª maxila e maxilípede. Os cinco pares de
apêndices estão localizados no metassoma e são compostos por
endopodito e exopodito com ornamentações de espinhos e cerdas em
números diferenciados (Tabela 4), exceto o 5º par de apêndices que
possui um segmento distal sub-circular. O urossoma é composto pelo
segmento genital, 1º e 2º segmentos abdominais, segmento anal e ramo
da furca ou caudal. A fêmea é distinguida por carregar dois sacos
ovígeros dorso-lateral.
Tabela 4. Pares de apêndices e ornamentações dos endo e exopoditos.
Numerais romanos indicam o número de espinhos e arábicos o número
de cerdas, de acordo com Humes (1968).
Par de apêndices Exopodito Endopodito
1 IV-4 I-1 I-0 II-4 0-1 0-1
2 IV-5 I-1 I-0 III-3 II-0 I-0
3 V-5 I-1 I-0 IV-2 0-2 0-1
4 IV-5 I-1 I-0 IV-1 0-2 0-1
Pseudomyicola spinosus habita a cavidade do manto e brânquias
de moluscos bivalves, onde seu deslocamento pode causar erosões,
derramamento de hemolinfa e infiltração hemocitária, além de
produzirem grande dano ao sistema digestório e ao tecido conjuntivo da
glândula digestiva, onde podem ser encapsulados e se chegarem ao
tecido gonadal, interferir na produção de gametas em Mytilus
galloprovincialis, M. californianus, Chione fluctifraga, Nodipecten sub-nodosus (Moore et al. 1978, Lowe & Moore 1979, Figueras et al. 1991,
Robledo et al. 1994a,b, Olivas-Valdéz & Cáceres-Martínez 2002,
Tinoco-Orta & Cáceres-Martínez 2003, Cáceres-Martínez et al. 2007).
De acordo com Davey (1989) em M. edulis no Mar do Norte,
Cáceres-Martínez & Vásquez-Yeomans (1997) em M. galloprovincialis
e M. californianus no México é incerto que P. spinosus provoque
mortalidades massivas em mexilhões. Em se tratando de mortalidades
em cultivos de M. galloprovincialis, estas têm sido atribuidas ao parasita
Myicola intestinalis na Holanda (Korringa, 1951); no Canadá (Li &
Clyburne, 1979) e na Itália (Munford et al. 1981).
O maior número de copepoditos observado no trato digestório
dos mexilhões no presente estudo corroboram com os encontrados por
Dinamani & Gorgon (1974) em Crassostrea glomerata da Nova
74
Zelândia e com Cáceres-Martínez et al. (2005) em Argopecten
ventricosus do México, ambas com P. spinosus.
Em pesquisas realizadas por Cáceres-Martínez et al. (1996) e
Olivas-Valdez & Cáceres-Martínez (2002), a prevalência e a taxa de
infestação do copépode, foi relacionada com o tamanho dos hospedeiros
onde, mexilhões maiores possuiam mais copépodes. Mesmo nestas
condições e com relatos de lesões histológicas, não houve evidências de
mortalidade dos hospedeiros, indicando equilíbrio na relação copépode-
hospedeiro.
A relação entre tamanho do hospedeiro, prevalência e taxa de
infestação do parasita também foi registrada durante o período dessa
pesquisa. A fase adulta do copépode foi observada ao
estereomicroscópio, na cavidade do manto dos mexilhões, apresentou
maior prevalência e taxa de infestação nos mexilhões de Florianópolis,
que apresentaram o maior tamanho (88,88 ±13,96 mm). Já a fase
naupliar foi observada através das análises dos cortes histológicos, no
trato digestório dos mexilhões, com maior prevalência nos mexilhões da
Penha e maior taxa de infestação nos mexilhões da Palhoça, que
mediram 80,06±49,68 e 85,69±11,74 mm de comprimento,
respectivamente.
Em pesquisa realizada por Goater & Weber (1996) mostrando a
relação entre Mytilus trossulus e Mytilicola orientalis, do Canadá, foi
registrada uma associação positiva entre abundância de copépodes e
tamanho, idade, taxa de filtração e tolerância do hospedeiro. Esse fato
também foi observado por Gee & Davey (1986) quando estudaram a
relação entre Myticola intestinalis e M. edulis da costa europeia.
A maior ocorrência de fêmeas adultas de P. spinosus na atual
pesquisa coincide com os resultados de Do & Kajihara (1986) em M. edulis do Japão; Dinamani & Gordon (1974) em C. glomerata da Nova
Zelândia e Cáceres-Martínez & Vásquez-Yeomans (1997) em M. galloprovincialis e M. californianus do México.
Na atual pesquisa as maiores prevalências da fase adulta e fases
naupliares deste copépode foram registradas durante os meses do outono
e verão, 2,22 e 16,67%, respectivamente.
Em pesquisa realizada por Sabry et al. (2011), o copépode
encontrado no estômago da ostra C. rhizophorae de Ribeirão da Ilha,
Santa Catarina, Brasil, com a prevalência de 3,3%, no mês de
março/2008, possivelmente pertencia ao gênero Pseudomyicola.
Diversas pesquisas vêm registrando a presença da fase adulta
deste copépode parasita em outros moluscos bivalves e em épocas
distintas, como as realizadas por Dinamani & Gordon (1974) em C.
75
glomerata da Nova Zelândia, onde a fase adulta foi registrada durante
verão; Humes (1984) em Anadara obesa do Panamá, no mês de
novembro; Olivas-Valdez & Cáceres-Martínez (2002) em M.
galloprovincialis do México, entre outubro a janeiro, e Leung & Poulin
(2007) com Austroventus stutchburyi da Nova Zelândia, em novembro;
Cáceres-Martínez et al. (1996) com M. galloprovincialis e M. californianus, em março e maio e por Cáceres-Martínez et al. (2005)
com Argopecten ventricosus, nos meses de julho a setembro, ambas
realizadas no México.
De acordo com Teia dos Santos & Coimbra (1995) em pesquisa
realizada com Mytilus edulis da Ria de Aveiro, Portugal entre 1980 e
1987, moluscos bivalves podem apresentar uma relação simbiótica com
alguns predadores, competidores ou parasitas que podem causar dano
gonádico e diminuição significativa na produção, quando cultivados em
grandes concentrações.
Apesar de não terem sido observadas alterações no tecido dos
mexilhões parasitados pelo copépode, Cáceres-Martínez et al. (1996),
em pesquisa realizada com Mytilus galloprovincialis e M. californianus
e Cáceres-Martínez et al. (2005), com Argopecten ventricosus, ambas no
México, consideram P. spinosus um parasita facultativo, podendo ser
prejudicial aos cultivos de moluscos.
A ação deste copépode nos tecidos dos mexilhões, durante o
período e na densidade registrada por esta pesquisa, não é responsável
por danos histológicos que provoquem mortalidades nos cultivos. Novas
pesquisas são necessárias com a finalidade de monitorar os cultivos de
mexilhões e fornecer mais dados sobre a interação entre esta espécie de
copépode e os mexilhões P. perna.
5.CONCLUSÕES
Copépodes da espécie P. spinosus, Família Myicolidae, Ordem
Poecilostomatoida, em suas fases adulta e naupliar, foram observados
parasitando o mexilhão P. perna, sem causar danos ao hospedeiro.
6.AGRADECIMENTOS
Os autores agradecem à Fundação de Amparo à Pesquisa e
Inovação do Estado de Santa Catarina - FAPESC, pelo apoio financeiro
recebido através do Projeto 17287/2009-1 e aos mitilicultores que
forneceram os mexilhões para esta pesquisa.
76
7.REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Bell TA, Lightner DV (1988) A handbook of normal penaeid shrimp
histology. Baton Rouge, World Aquaculture Society
Bush AO, Lafferty AD, Lotz JM, Shostak AW (1997) Parasitalogy
meets ecology on its own terms: Margolis et al., revisited. J Parasital
83:575-583
Cáceres-Martínez J, Vásquez-Yeomans, R (1997) Presence and
histopathological effects of the copepod Pseudomyicola spinosus in
Mytilus galloprovincialis and Mytilus californianus. J Invertebr
Pathol 70:150-155
Cáceres-Martínez J, Vásquez-Yeomans, R (1999) Metazoan parasites
and pearls in coexisting mussel species: Mytilus californicus, Mytilus galloprovincialis and Septifer bifurcatus, from an exposed rocky
shore in Baja California, NW México. Veliger 1:10-16
Cáceres-Martínez C, Chávez-Villalba J, Garduño-Méndez L (2005) First
record of Pseudomyicola spinosus in Argopecten ventricosus in Baja
California, Mexico. Journal of Invertebrate Pathology 89:95-100
Cáceres-Martínez J, Vásquez-Yeomans R, Suárez-Morales, E (1996)
Two parasitic copepods Pseudomyicola spinosus and Modiolicola gracilis, associated with the edible mussels, Mytilus galloprovincialis and Mytilus californianus, from Baja California,
NW. México. J Shellfish Res 3:667-672
Cáceres-Martínez J, Vásquez-Yeomans R, Olivas-Valdéz JA (2007) El
copépodo Pseudomyicola spinosus parásito de moluscos bivalvos.
Boletín del Programa Nacional de Sanidad Acuícola y la Red de
Diagnóstico, UAM – SAGARPA. 40:6-7
Davey JT (1989) Mytilicola intestinalis (Copepoda: Cyclopoida): A
ten year survey of infested mussels in a Cornish estuary, 1979–
1988. J Mar Biol Assoc 69:823-826
Dawes CJ (1971) Biological techniques in electron microscopy. New
York: Barnes & Noble
77
Dinamani P, Gordon DB (1974) On the habits and nature of association
of the copepod Pseudomyicola spinosus with the rock oyster
Crassostrea glomerata in New Zealand. J Invertebr Pathol 24:305-
310
Do TT, Kajihara T (1986) Studies on parasitic copepod fauna and
biology of Pseudomyicola spinosus, associated with the blue mussel
Mytilus edulis galloprovincialis in Japan. Bull. Ocean Res. Inst.
Univ. Tokyo 23:1-65
Dykstra MJ (1993) A manual of applied techniques for biological
electron microscopy. New York: Plenum Press
Figueras AJ, Jardon CF, Caldas JR. (1991) Diseases and parasites of
rafted mussels (Mytilus galloprovincialis LMK): preliminary results.
Aquaculture 99:17-33
Gee FM, Davey JT (1986) Experimental studies on the infestation of
Mytilus edulis (L.) by Mytilicola infesfinalis (Copepoda,
Cyclopoidea) J Cons Int Explor Mer 42:265-271
Goater CP, Weber AE (1996) Factors affecting the distribution and
abundance of Mytilicola orientalis (Copepoda) in the mussel, Mytilus trossulus, in Barkley Sound, B.C. Journal of Shellfish Research
3:681-684
Hayat MA (1972) Basic electron microscopy techniques. New York:
UNR
Ho, J.S. (1980) Origin and dispersal of Mytilus edulis in Japan deduced
from its present status of copepod parasitism. Publications of the
Seto Marine Biological Laboratory 5-6:293-313
Howard AW, Smith CS (1983) Histological techniques for marine
bivalve mollusks. NOAA Technical Memorandum NMFS-F/NEC-
25, Woods Hole
Howard DW, Lewis EJ, Keller BJ, Smith CS (2004) Histological
techniques for marine bivalve mollusks and crustaceans. Oxford,
MD: NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS5
78
Humes AG (1968) The cyclopoid copepod Pseudomyicola spinosus
(Rafaelle and Monticelli) from marine pelecypods, chiefly in
Bermuda and the West Indies. Beaufortia 178:203-226
Humes AG (1984) Ostrincola and Pseudomyicola (Crustacea,
Copepoda, Poecilostomatoida) associated with marine bivalve
mollusks on the Pacific coast of Panama. Proceedings of The
Biological Society of Washington 97:589-600
Humes AG (1994) How many copepods? Ferrari FD, Bradley BP (eds),
Ecology and Morphology of Copepods. Hydrobiologia 292/293:1-7
Huys, R.; Boxshall, G.A. (Ed.) (1991). Copepod evolution. Ray Society
(Publications), 159. Ray Society: London. ISBN 0-903-87421-0. 468 pp
Huys R, Llewellyn-Hughes J, Olson PD, Nagasawa, K (2006) Small
subunit rDNA and Bayesian inference reveal Pectenophilus ornatus (Copepoda incertae sedis) as highly transformed Mytilicolidae, and
support assignment of Chondracanthidae and Xarifiidae to Lichomolgoidea (Cyclopoida). Biological Journal of the Linnean
Society 87:403-425
ITIS – Integrad Taxonomic Information System. 2015 URL:
<http://www.itis.gov>
Kajihara T, Nakamura K (1985) Lifespan and ovoposition of the
parasitic copepod Pseudomyicola spinosus under rearing conditions.
Mar Biol 87:55-60
Kim IH (2004) Poecilostomatoid Copepods Associated with Bivalves in
Korea and their Distribution. Zoological Studies 2:187-192
Kleeton G (1964) Sur la présence de Pseudomyicola spinosus (Raff. &
Mont.) (Crustacea, Copepoda) dans l'Atlantique, avec une note sur la
synonymie de P. spinosus et P. glaber Pearse. Beaufortia 145:171-
177
Korringa P (1951) De aanval van de parasiet Mytilicola intestinalis op
de Zeeuwse mosselcultuur. Visserijnieuws 7:1-7
79
Leung TLF, Poulin R (2007) Interactions between parasites of the
cockle Austrovenus stutchburyi : hitch-hikers, resident-cleaners, and
habitat-facilitators Parasitology. Cambridge University Press
134:247-255
Li MF, Clyburne S (1979). Mortalities of blue mussel (Mytilus edulis) in
Prince Edward Island. J Invertebr Path 33:108-110
Lowe DM, Moore MN (1979) The cytology and occurrence of
granulocytomas in mussels. Mar Pollut Bull 10:137-141
Meirinho PA (2001) Produção de (plâncton zooplâncton e fitoplâncton)
para a alimentação de organismos aquáticos. São Carlos: RIMA.
Moore M N, Lowe DM, Gee JM (1978) Histopathological effects
induced in Mytilus edulis by Mytilicola intestinalis and the
histochemistry of the copepod intestinal cells. J Cons Perm Int
Explor Mer 38:6-11
Munford JG, Da Ros L, Strada R (1981) A study on the mass mortality
of mussels in the Laguna veneta. 9. World Maricult Soc, 2:186-l 99
National Museum of Natural History, Smithsonian Institution (2014).
www.mnh.si.edu (acessado 08 DEZ 2014)
Olivas-Valdéz J, Cáceres-Martínez J (2002) Infestation of the blue
mussel Mytilus galloprovincialis by the copepod Pseudomyicola spinosus and it relations with size, density and condition index of the
host. J Invertebr Pathol, 79:65-71
Paulete-Vanrell J (1967) Guia de Técnica Microscópica. Faculdade de
Filosofia, Ciências e Letras de São Leopoldo, São Leopoldo
Robledo JAF, Cáceres-Martínez J, Figueras A (1994a) Mytilicola intestinalis and Proctoeces maculatus in mussel (Mytilus gallopro
vincialis Lmk.) beds in Spain. Bull Europ Assoc Fish Pathol 3:89-91
Robledo JAF, Santarém MM, Figueras A (1994b) Parasites loads
of rafted blue mussels (Mytilus galloprovincialis) in Spain with
special reference to the copepod, Mytilicola intestinalis. Aquaculture
172:287-302
80
Sabry R, Da Silva PM, Vasconcelos GTC, Pontinha AV, Magalhães A
RM (2011) Pathological study of oysters Crassostrea gigas from
culture and C. rhizophorae from natural stock of Santa Catarina
Island, SC, Brazil. Aquaculture 320: 43-50
Stock, J.H. (1965) On Copepoda associated with Dutch molluscs.
Basteria 1-4:65-71
Teia dos Santos AM, Coimbra J (1995) Growth and production of raft-
cultured Mytilus edulis L., in Ria de Aveiro:gonad symbiotic
infestation. Aquaculture 132:195-211
Tinoco-Orta GD, Cáceres-Martínez J (2003) Infestation of the clam
Chione fluctifraga by the burrowing worm Polydora sp. in
laboratory conditions. J Invertebr Pathol 82:196-205
Westfall PH, Tobias RD, Rom D, Wolfinger RD, Hochberg Y (1999)
Multiple Comparisons and Multiple Tests using the SAS® System,
SAS Books by Users, to appear
81
CAPÍTULO IV
TURBELÁRIO Urastoma cyprinae EM MEXILHÕES
Perna perna CULTIVADOS NO SUL BR ASIL.
O artigo será enviado para publicação no periódico
Diseases of Aquatic Organisms , tendo s ido redigido
segundo as normas da referida revista cientí fica.
82
TURBELÁRIO Urastoma cyprinae EM MEXILHÕES
Perna perna CULTIVADOS NO SUL BRASIL.
Ana Lúcia Carneiro-Schaefer, Simone Sühnel e Aimê Rachel Magenta
Magalhães
Universidade Federal de Santa Catarina (UFSC), Centro de Ciências
Agrárias, Departamento de Aquicultura, Núcleo de Estudos em
Patologia Aquícola. Rodovia Admar Gonzaga, 1346 – CEP: 88034-001
– Itacorubi – Florianópolis – SC – Brasil. e-mail: [email protected]
(autor correspondente)
Resumo
Turbelários da espécie Urastoma cyprinae foram coletados entre os
filamentos branquiais de mexilhões Perna perna cultivados nos
municípios catarinenses de Palhoça, Florianópolis, Governador Celso
Ramos e Penha. Durante o período de julho de 2010 a junho de 2011,
foram realizadas coletas mensais e análises macro e microscópicas. As
maiores prevalências foram registradas através das análises ao
estereomicroscópio (54,17%), no município de Penha. Já os mexilhões
da Palhoça apresentaram a maior taxa de infestação (7,44). Apesar de
apresentarem prevalência e taxa de infestação elevadas, durante o
período da pesquisa, não há evidências de que este parasita seja
causador de danos histopatológicos em seu hospedeiro.
Palavras-chave: Patologia, Perna perna, Urastoma cyprinae,
parasitismo.
83
Abstrat
Turbellarians of the species Urastoma cyprinae were collected among
the gill filaments of Perna perna mussels cultivated in Palhoça,
Florianópolis, Governador Celso Ramos and Penha, municipalities of
Santa Catarina state. During the period of July 2010 to June 2011,
samples for macro and microscopic analysis and samples were taken
monthly. The analysis on the stereoscopic microscope showed highest
prevalence rates (54.17%) of U. cyprinae in the mussels from Penha.
Already the mussels from Palhoça had the highest infestation rate
(7.44). Despite showing high prevalence and infestation rate during the
study period, there is no evidence that this parasite is causing
histopathological damage to its host.
Keywords: Pathology, Perna perna, Urastoma cyprinae, parasitism.
84
1.INTRODUÇÃO
Entre os Platyhelminthes de vida livre, conhecidos como
turbelários, a maioria das espécies é encontrada colonizando ambientes
de água doce e marinhos, podendo viver associados a vertebrados, mas
principalmente a invertebrados (Rohde 2001). De acordo com Jennings
(1971) diversas espécies de turbelários vivem como comensais ou
parasitas, principalmente de invertebrados. Os turbelários (Rhabdocoela)
dos gêneros Paravortex (Wahl, 1906) e Graffilla (Ihering, 1880),
pertencentes à família Graffillidae, são parasitas intestinais de moluscos
(Cannon & Lester 1988). Espécies de Paravortex foram encontradas
dentro do sistema digestivo de bivalves e de gastrópodes (Linton 1910;
Ball 1916; Fleming et al. 1981 e Brusa et al. 2006).
O turbelário (Fecampiida) Urastoma cyprinae (Graff, 1882),
pertencente à família Urostomidae, foi considerado como comensal da
cavidade paleal do bivalve Arctica islandica (Linnaeus, 1767) em
Alemania (Westblad,1955), que registrou uma fase de sua vida sobre
algas marinhas. Marcus (1951) a menciona no litoral de São Paulo
(Brasil) vivendo entre as algas. Murina & Solonchenko (1991) os
consideram comensais, podendo influenciar na reprodução e no
crescimento de Mytilus galloprovincialis (Lamarck, 1819). Robledo et
al. (1994a) registraram que este turbelário poderia causar reações
patológicas e redução da capacidade de alimentação do mexilhão,
devido a desorganização dos filamentos branquiais. Zeidan et al. (2012)
o nomeiam como um ectocomensal sem provocar danos aparentes em
três espécies de moluscos bivalves.
Com o incremento do cultivo de moluscos bivalves, pesquisas
têm sido realizadas com foco em parasitas, sendo a ocorrência do
turbelário U. cyprinae relatada por vários autores em M.
galloprovincialis (Tabela 1).
85
Tabela 1. Estudos realizados com mitilídeos, relatando a ocorrência do
turbelário Urastoma cyprinae.
Espécie de
bivalve
Origem
dos
moluscos
Local Prevalência
(%) Infestação
Tecido/órgão
parasitado Autor
Mytilus
galloprovincialis
Ambiente
natural
Black Sea
Bulgária
Criméria
Caucasu
40.5 104 Brânquias
Murina &
Solonchenko
(1991)
Cultivo e
ambiente
natural
Ria de
Vigo
Espanha
0 a 90 1 a 11.4 Brânquias Robledo et al.
(1994b)
Cultivo
Rias
galegas
Espanha
3.3 a 13.3
-
Brânquias Villalba et al.
(1997)
Cultivo
Itália
França
Espanha
0 a 86.3
-
Cavidade do
manto e
brânquias
Trotti et al.
(1998)
Cultivo e
ambiente
natural
Baixa
Califórnia,
México
57 a 100
7,4
Cavidade do
manto
Cáceres-
Martínez et
al. (1998)
Cultivo Mar Egeu
Grécia 31.1 a 57.9
32.2
a
60.5
Brânquias Rayyan et al.
(2004)
Ambiente
natural
Estuário de
Vigo
Espanha
82.71 a
99.38
e
48.37 a
93.63
5.77 a
22.2 e
2.34 a
15.74
Brânquias
Crespo-
González et
al. (2010)
Cultivo e
ambiente
natural
Baía de
M’diq
Marrocos
3 a 23 Brânquias Bhaby et al.
(2013)
Mytilus edulis Cultivo
Ria de
Aveiro,
Portugual
0 a 70
267 a 927
Livre e
cavidade do
manto
Teia dos
Santos &
Coimbra
(1995)
Mytilus
californianus
Cultivo e
ambiente
natural
Baixa
Califórnia,
México
10 a 87 1,9 Cavidade do
manto
Cáceres-
Martínez et
al. (1998)
Perna perna Cultivo
Penha,
Santa
Catarina,
Brasil
100 90 Brânquias
Suárez-
Morales et al.
(2010)
No Brasil, turbelários do gênero Urastoma (Urastoma sp.) foram
registrados nas brânquias de Crassostrea gigas e C. rhizophorae (Sabry
et al. 2011) e de Crassostrea gigas e Anomalocardia brasiliana (Da
Silva et al. 2012), em moluscos da Ilha de Santa Catarina. No litoral da
Bahia, estes mesmos turbelários foram observados nas brânquias e
86
cavidade do manto de C. rhizophorae e Mytella guyanensis por Zeidan
et al. (2012).
No Brasil, turbelários do gênero Urastoma foram registrados
nas brânquias de Crassostrea gigas, C. rhizophorae e Anomalocardia brasiliana (Sabry et al. 2011, Da Silva et al. 2012) da Ilha de Santa
Catarina. No litoral da Bahia, estes mesmos turbelários foram
observados nas brânquias e cavidade do manto de C. rhizophorae e
Mytella guyanensis por Zeidan et al. (2012).
Com o objetivo de identificar a espécie e avaliar a distribuição
do tubelário em mexilhões P. perna cultivados em Santa Catarina,
Brasil, foram realizadas coletas nos principais municípios produtores
desse bivalve: Palhoça, Florianópolis, Governador Celso Ramos e
Penha.
2.MATERIAIS E MÉTODOS
Locais de amostragens
Durante o período de julho de 2010 a junho de 2011, foram
amostrados mensalmente 240 mexilhões ao longo da costa do estado de
Santa Catarina, sul do Brasil. As amostragens (n=60/local) foram
realizadas em cultivos comerciais localizados nos municípios de
Palhoça (27º45’23”S, 48º37’07”W), Governador Celso Ramos
(27º22’16”S, 48º33’43”W) e Penha (26º46’59”S, 48°36’17”W) e em
cultivo experimental (UFSC) no município de Florianópolis
(27º29’27”S, 48º32’23”W), totalizando 2.880 animais. Nos dias das
coletas dos mexilhões também foram aferidos os dados de salinidade,
através da média de 3 amostras de água do mar, com o auxílio de
salinômetro Alfakit. A temperatura foi registrada ao final de cada coleta
com o auxílio de um termômetro de mercúrio que permaneceu submerso
a uma profundidade de 1m.
As coletas foram realizadas em 05 cordas pré-determinadas e, os
animais, transportados em caixas de isopor até o Núcleo de Estudos em
Patologia Aquícola (NEPAQ), do Departamento de Aquicultura, da
UFSC. Do total de mexilhões coletados, 1.440 mexilhões (n=30/mensal)
foram analisados ao estereomicroscópio, com a finalidade de coletar
macropatógenos e os outros 1.440 mexilhões (n=30/mensal), destinados
aos protocolos de análises microscópicas, com a finalidade de avaliar a
presença de micropatógenos.
87
Avaliação ao estereomicroscópio
Dos animais coletados mensalmente, 30 foram utilizados para
avaliação ao estereomicroscópio (n=30), com a finalidade de registrar o
sexo do mexilhão, a presença dos turbelários, anomalias, pústulas, entre
outros e/ou endoparasitas em suas brânquias e cavidade do corpo.
Dos turbelários coletados, alguns foram mantidos vivos para
posterior coloração com corante vital e outros, preservados com
fixadores apropriados para histologia clássica com cortes seriados e
microscopia eletrônica de varredura (MEV).
Observações em vivo
Os turbelários mantidos vivos foram corados com o corante vital
vermelho neutro, colocados entre lâmina e lamínula com uma gota de
água do mar, observados e fotografados ao fotomicroscópio.
Cortes seriados
Os turbelários fixados em formaldeído 10% foram preservados
em álcool 70%, desidratados em álcool 80%, 90%, 95%, 100% e
butílico, emblocados em Paraplast, cortados a uma espessura de 5 µm
em plano sagital, corados com coloração tricrômica orange G, ponceau
de xilidina e fucsina ácida, uma alteração do corante de Mallory e do
corante de Masson (Romeis 1968), observados e fotografados ao
fotomicroscópio.
Microscopia eletrônica de varredura
No Laboratório Central de Microscopia Eletrônica da
Universidade Federal de Santa Catarina, os turbelários fixados foram
lavados, pós-fixados em tetróxido de ósmio, lavados novamente e
desidratados em séries alcoólicas crescentes, passados pelo Ponto
Crítico, montadas em Stubs, onde receberam a cobertura de ouro e
fotografadas em microscópio eletrônico de varredura (JEOL JSM-
6390LV) (Dawes 1971; Hayat 1972 e Dykstra 1993).
88
Histopatolog ia
Para complementar as análises, os outros mexilhões (n=30)
tiveram seus comprimentos medidos com o auxílio de um paquímetro
digital e foram abertos para observação e registros de anomalias da parte
interna das valvas e tecidos moles. Após estas análises, foi realizado um
corte transversal de acordo com Howard & Smith (1983), contendo
manto, glândula digestiva, brânquias e tecido gonádico. Os tecidos
foram fixados em solução de Davidson e, após processamento
histológico clássico, incluídos em parafina e os cortes corados com
hematoxilina de Harris e eosina.
Análise estatís tica
A prevalência foi calculada de acordo com Bush et al. (1997)
dividindo o total de hospedeiros com determinado patógeno pelo total
de hospedeiros estudados em cada local de coleta e a infestação mensal
foi calculada dividindo a quantidade de patógenos pelo número de
hospedeiros. Os dados de prevalência e infestação foram analisados
através de teste t com permutação (não paramétrico) usando multitest
proc no SAS® (Westfall et al. 1999), para avaliar diferenças entre
locais, estações, meses, temperatura e salinidade.
3.RESULTADOS
Ao estereomicroscópio foram analisados 1320 mexilhões onde
foram registradas 559 fêmeas, 754 machos e 7 indivíduos de sexo
indeterminado, não tendo sido registrado o sexo dos animais no mês de
julho de 2010, nos 4 locais de coleta. Nas análises histológicas dos 1440
mexilhões foram registradas 662 fêmeas, 658 machos e 120 de sexo
indeterminado. Os cálculos estatísticos mostraram que não houve
diferença significativa entre machos e fêmeas do total de animais
coletados.
Os dados de temperatura (Cº) e salinidade (‰) ao longo do
período de coleta para os quatro locais de estudo são apresentados na
Tabela 2. Ambos os parâmetros não apresentaram diferença estatística
entre os locais de estudo.
89
Tabela 2. Temperatura e salinidade médias ± desvios padrões da água do
mar nos locais de coleta de Perna perna durante o período de julho de
2010 e junho de 2011.
Local de coleta Temperatura (ºC) Salinidade (‰)
Palhoça 20,6 ± 3,4 32 ± 3
Florianópolis 20,5 ± 3,4 33 ± 3
Governador Celso Ramos 20,6 ± 4,2 33 ± 4
Penha 21,3 ± 3,8 33 ± 3
Os mexilhões analisados através das técnicas de histologia
apresentaram comprimento médio de 85,69 ± 11,74 mm para os animais
da Palhoça, 88,88 ± 13,96 mm para Florianópolis, 76,29 ± 18,54 mm
para Governador Celso Ramos e 80,06 ± 49,68 mm para Penha.
As análises estatísticas dos comprimentos dos mexilhões por
locais registraram diferenças significativas (p<0,05) dos mexilhões de
Governador Celso Ramos em relação aos da Palhoça e Florianópolis.
Analisando o comprimento dos mexilhões em relação às estações do
ano, foram constatadas diferenças (p<0,05) estatísticas entre o verão em
relação ao outono e inverno. Nas análises dos comprimentos em relação
aos meses foram observadas diferenças significativas (p<0,05) do mês
de janeiro em relação a abril e setembro; de maio e junho em relação a
janeiro, novembro e dezembro; de julho em relação a janeiro, fevereiro,
março, abril, agosto, setembro, outubro, novembro e dezembro; de
agosto em relação a janeiro e novembro.
Turbelários da espécie U. cyprinae (Graff, 1882) foram
registrados através das análises histológicas nas brânquias e cavidade do
manto dos mexilhões. A prevalência e as taxas de infestações (Tabela 3)
deste helminto, durante o período do estudo, em geral foram baixas sem
diferença significativa entre locais, estação e meses.
90
Tabela 3. Prevalência (%) e taxa de infestação médias ± desvios padrões
do turbelário Urastoma cyprinae nos mexilhões analisados através da
histologia (n=360/local), avaliados por locais, estações e meses. Onde: P
= Prevalência; I = Infestação. Local de coleta Prevalência média(%)
± DP
Infestação média(%)
± DP
Palhoça 0,56 ± 1,29 0,25 ± 0,62 Florianópolis 0,56 ± 1,29 0,17 ± 0,38 Gov. Celso Ramos 0,83 ± 1,50 0,25 ± 0,45 Penha 2,50 ± 2,07 0,67 ± 0,49
Estação do ano
Inverno 1,39 ± 1,40 0,75 ± 0,50 Primavera 1,39 ± 2,10 0,50 ± 0,57 Verão 0,28 ± 0,60 0,25 ± 0,50 Outono 1,39 ± 1,06 0,88 ± 0,62
Ano Mês do ano
Prevalência (%) / Infestação
2010 Jul Ago Set Out Nov Dez P I P I P I P I P I P I 0,83 1,0 1,67 1,0 1,67 1,0 0,83 1,0 0,83 1,0 2,50 1,0
2011 Jan Fev Mar Abr Mai Jun
P I P I P I P I P I P I 0 0 0 0 0,83 1,0 1,67 1,0 0,83 1,0 1,67 1,5
A presença deste helminto também foi observada com o auxílio
do estereomicroscópio nas brânquias e cavidade do manto dos
mexilhões. A prevalência deste patógeno, durante o período do estudo,
foi maior na Penha apresentando diferença significativa (p<0,05) em
relação ao encontrado para Governador Celso Ramos e Florianópolis;
entre Palhoça e Florianópolis e entre este e Governador Celso Ramos.
Analisando esse fator em relação às estações do ano observou-se
que a prevalência na primavera apresentou diferença significativa
(p<0,05) do inverno, verão e outono e diferença significativa entre o
outono e o inverno. As análises mensais mostraram diferença
significativa (p<0,05) do mês de janeiro em relação a abril e maio; de
fevereiro, abril e maio em relação a junho, agosto, outubro, novembro e
dezembro; de março e setembro em relação a outubro, novembro e
dezembro; e de agosto em relação a outubro. As análises de infestações
totais não apresentaram diferença significativa para os locais e estações,
mas em relação aos meses, o mês de junho mostrou resultados
significativamente diferentes (p<0,05) dos outros meses (Tabela 4).
Tab
ela
4.
Pre
val
ênci
a (%
) e
taxa
de
infe
staç
ão m
édia
s ±
des
vio
s padrõ
es do t
urb
elár
io U
rast
om
a cy
pri
nae
nos
mex
ilhõ
es a
nal
isad
os
atra
vés
do e
ster
eom
icro
scó
pio
(n=
360/l
oca
l),
aval
iados
por
loca
is,
esta
ções
e m
eses
. O
nde:
P =
Pre
val
ênci
a; I
= I
nfe
staç
ão.
Local
de c
ole
ta
Pre
valê
ncia
méd
ia(%
)
± D
P
Infe
stação m
éd
ia(%
)
± D
P
Pal
hoça
38,0
6 ±
30,1
6
3,7
1 ±
7,5
3
Flo
rian
óp
oli
s 15,5
6 ±
15,1
3
1,1
8 ±
0,5
1
Gov.
Cel
so R
amos
37,7
8 ±
22,3
5
3,2
9 ±
3,2
9
Pen
ha
54,1
7 ±
28,0
7
2,5
5 ±
1,6
2
Est
açã
o d
o a
no
Inver
no
38,8
9 ±
24,1
0
2,1
0 ±
0,6
4
Pri
mav
era
51,9
4 ±
27,4
0
3,4
3 ±
2,4
9
Ver
ão
29,7
2 ±
9,9
9
2,0
4 ±
0,5
8
Outo
no
25,0
0 ±
18,6
0
6,1
8 ±
8,6
6
An
o
Mês
do a
no
Pre
valê
ncia
(%
) /
Infe
staçã
o
2010
Jul
Ag
o
Set
O
ut
Nov
D
ez
P
I
P
I P
I
P
I P
I
P
I
4
8,3
3
2,0
7
37
,50
2,8
0
30
,83
2,2
7
57,5
0
1,6
7
50,0
0
3,5
8
48,3
3
7,2
6
2011
Jan
Fev
M
ar
Abr
Mai
Ju
n
P
I
P
I P
I
P
I P
I
P
I
4
4,1
7
2,4
0
14
,17
2,0
0
30
,83
1,8
6
15,0
0
1,8
3
16,6
7
2,0
5
43,3
3
16,9
0
91
92
Na avaliação em vivo, foram observados cílios e olhos e
estruturas internas como o pênis e a faringe, características para a
identificação da espécie (Figuras 1 e 2).
Figura 1 e 2. Estruturas de Urastoma cyprinae coletados em Perna perna,
corados com corante vital vermelho neutro. Fig. 1 – cílios (C), olhos (O) e pênis (P); Fig. 2 – faringe (F). Barras = 100 µm (Fig. 1) e 40 µm (Fig. 2).
A partir dos cortes seriados dos turbelários coletados nos
mexilhões P. perna, foi possível a confecção do esquema apresentado na
Figura 3. Neste esquema é possível visualizar as mesmas estruturas
registradas por Marcus (1951) e Westblad (1955), como sendo
estruturas anatômicas que caracterizam o turbelário U. cyprinae: cílios
revestindo o corpo de maneira abundante e abaixo deste uma camada
interna de células epidérmicas; na região anterior, presença de glândulas
frontais e olhos trilobados; na região mediana, testículos e ovócitos e na
região posterior, faringe, glândulas da faringe, pênis, vesícula seminal,
canal genital masculino e átrio. Compondo as estruturas corpóreas estão
as glândulas cutâneas e o intestino que se apresenta difuso no interior do
corpo, sem uma membrana que separe este órgão dos outros.
93
Figura 3. Esquema das estruturas internas que caracterizam a espécie Urastoma cyprinae, elaborado com base nos cortes histológicos seriados dos
turbelários coletados nos mexilhões Perna perna. A- átrio; C- cílios; CGM- canal genital masculino; E- epiderme; F- faringe; GF- glândulas da faringe;
GFR- glândulas frontais; GC- glândulas cutâneas; ID- intestino difuso; O- olhos; OV- ovócitos; P- pênis; PP- papila peniana; T- testículos; V- vitelário;
VS- vesícula seminal; VSF- vesícula seminal fina; VSG- vesícula seminal granulosa; SM- septo muscular.
Através dos cortes seriados foi possível observar em detalhe as
estruturas internas e sua localização na região posterior do corpo do
turbelário (Figura 4). Com este detalhamento foi possível visualizar o
átrio, as colunas secretoras do pênis, o ovovitelo duto, a papila peniana e
a vesícula seminal fina e granulosa.
94
Figura 4. Corte histológico de Urastoma cyprinae coletado em Perna perna. A- átrio; CSP- colunas secretoras do pênis; ID – intestino difuso; PP- papila
peniana; VSF- vesícula seminal fina; VSG- vesícula seminal granulosa. Barra: 40µm.
Os espécimes tratados para Microscopia Eletrônica de Varredura
produziram imagens que auxiliaram na visualização externa do parasita.
(Figuras 5 e 6). Nestas imagens foi possível observar que o corpo do
animal é totalmente revestido por cílios que são responsáveis pelo seu
rápido deslocamento.
95
Figura 5 e 6. Visão geral de Urastoma cyprinae preparado através do
protocolo de Microscopia Eletrônica de Varredura. Fig. 6- detalhe dos cílios (C) que recobrem o corpo do animal.
Através da análise dos tecidos tratados com o protocolo para
histologia clássica foi observado a presença deste parasita no tecido
gonádico masculino e nas brânquias dos mexilhões P. perna (Figuras
7 a 10).
96
Figura 7 a 10. Cortes histológicos mostrando a presença do turbelário
Urastoma cyprinae nos tecidos do Perna perna. Fig. 7- Corte longitudinal de U. cyprinae no tecido gonádico masculino (Barra: 100 µm); Fig. 8- Corte
longitudinal de U. cyprinae sobre o tecido branquial; Figs. 9 e 10- Corte transversal anterior de U. cyprinae entre as lamelas do tecido branquial (Barras:
40µm). Onde: BR = brânquia; C = cílios; GD = glândula digestiva; O = olho; TGM = tecido gonadal masculino.
Apesar do número de parasitas observados durante o período da
pesquisa em determinados locais e meses, como na Penha em novembro
(n=143) e dezembro (n=162), em Governador Celso Ramos em
dezembro (n=240) e na Palhoça em junho (n=827), nessa pesquisa não
foi constatada a presença de desarranjos nos filamentos branquiais,
infiltração hemocitária ou necrose dos tecidos.
4.DISCUSSÃO
Segundo Rohde (2001), Uratoma cyprinae é a única espécie
válida, dentro dos Urastomidae e a mais amplamente registrada nas
brânquias de várias espécies de moluscos bivalves. Em seu trabalho,
Marcus (1951) relata que U. cyprinae é um organismo de vida livre
encontrado nos fundos lodosos e que também habita a cavidade do
manto e brânquias de moluscos bivalves. Na Espanha Villalba et al.
(1997), observaram a presença de manchas brancas entre as lamelas
97
branquiais de M. galloprovincialis.Turbelários do gênero Urastoma tem
sido frequentemente observados nos tecidos branquiais, afetando
moluscos bivalves do ambiente natural e de cultivos. No México,
Caceres-Martínez et al. (1998) registrou turbelários nos filamentos
branquiais e cavidade do manto de M. galloprovincialis e M.
californianus. De acordo com Brun et al. (1999) os Turbelários adultos
apresentam um comportamento fototáxico negativo. Mesmo assim, o
uso do microscópio estereoscópio mostrou ser a melhor maneira para
observação, contagem e coleta deste Turbelário.
As observações realizadas por esta pesquisa, através dos
protocolos de observações em vivo, histologia de cortes seriados e
microscopia eletrônica de varredura, registraram que o turbelário aqui
estudado possui corpo uniformemente coberto por cílios, 2 olhos
trilobados escuros na extremidade frontal, faringe na parte posterior,
poro comum (átrio) onde desembocam a boca, duto genital masculino e
feminino, intestino difuso, localização padrão dos testículos e ovários,
de acordo com o que foi visto por Marcus (1951) em turbelários do
Brasil e Trotti et al. (1998), em animais coletados em M.
galloprovincialis da Itália. Desta maneira, morfologicamente o
turbelário observado nos tecidos branquiais e gonádico dos mexilhões P. perna coletados para esta pesquisa, pertence à espécie U. cyprinae.
Diversas pesquisas tem sido realizadas sobre a ação do turbelário
U. cyprinae sobre mitilídeos, como as de Robledo et al. (1994b),
Cáceres-Martínez et al. (1998), Bhaby et al. (2013) Karagiannis et al.
(2013), na Espanha, México, Marrocos e Grécia, respectivamente,
registrando infiltrações hemocitárias ocasionais nos tecidos branquiais
com destruição parcial destes. Mladineo et al. (2012), na Croácia,
observaram que o turbelário desencadeava uma reação no hospedeiro
sem afetar o crescimento e reprodução do hospedeiro, resultando numa
leve destruição dos tecidos e ativação de hemócitos.
A partir da observação e compreensão dos dados coletados
durante o período da atual pesquisa, podemos afirmar que este
turbelário, nas taxas de infestações encontradas, não representa risco
para os cultivos estudados, pois seria considerado um comensal. O
mesmo foi visto por Jennings (1971), Bower et al. (1994) e Robledo et
al. (1994a), que o consideraram como um comensal em bivalves ou de
vida livre no substrato, mas que poderiam ser classificados como
patogênicos imperceptíveis, assim como fez Villalba et al. (1997)
estudando simbiontes e doenças por eles causadas aos mitilídeos na
Galícia e por Bhaby et al. (2013), na Grécia, ambos trabalhando com M.
galloprovincialis.
98
Nessa pesquisa foi constatado que o sexo do hospedeiro,
temperatura da água e salinidade durante o período da pesquisa não
tiveram influência na ocorrência destes turbelários. Tanto as análises ao
microscópio de luz, como ao estereomicroscópio mostraram que os
mexilhões de Penha foram os mais afetados. Teia dos Santos & Coimbra
(1995) trabalhando com M. edulis de Portugal, também registraram que
o sexo do hospedeiro não teve influência na ocorrência destes
turbelários e Murina e Solonchenko (1991) relataram que a salinidade
não tem efeito sobre a ocorrência deste parasita, estudando M. galloprovincialis do Caucasus.
Foi visto que não existe uma estação do ano em que a ocorrência
deste patógeno seja maior, diferente do que foi visto em estudos com M. galloprovincialis realizados por Murina e Solonchenko (1991), no
Caucasus, onde foram registrados mais parasitas no inverno e em anos
mais frios; Robledo et al. (1994b), na Espanha e Crespo-González et al.
(2010), no México, onde encontraram mais parasitas no verão e outono
e menos no inverno e por Rayyan et al. (2004) e Karagiannis et al.
(2013), na Grécia, onde registraram maior evento deste parasita no
inverno. Em relação ao tamanho dos hospedeiros não foram registradas
diferenças entre locais, estações e meses, contrariando o que foi visto
por Crespo-Gonzáles et al. (2010) em estudo com M. galloprovincialis
na Espanha, onde os maiores valores de prevalência foram registrados
nos mexilhões maiores. Neste trabalho os pesquisadores relatam que
algumas metodologias podem levantar dúvidas sobre a precisão de
alguns resultados, relatando que Robledo et al. (1994b) surpreendeu ao
apresentar resultados mais favoráveis através de histologia do que por
observações de brânquias dissecadas e observadas sob o
estereomicroscópio, quando técnicas histológicas raramente são
utilizadas para estimar a prevalência e intensidade de infecções por
helmintos.
O tamanho dos mexilhões não teve relação direta com a
ocorrência do turbelário, tendo em vista que os animais coletados
estavam prontos para serem comercializados, contrariando o que foi
visto por Rayyan et al. (2004) e Murina & Solonchenko (1991).
Outro dado interessante foi o observado por Murina e
Solonchenko (1991), onde o maior número de turbelários nos mexilhões
que estavam mais próximos da areia do que do fundo rochoso e menos
ainda nos mexilhões de cultivo; por Karagiannis et al. (2013), que
relatam um aumento na prevalência da infecção pelos turbelários nos
mexilhões cultivados mais perto do fundo o que poderia favorecer o
99
acesso do parasita ao seu hospedeiro; e por Rayyan et al. (2004), que
registrou o aumento da prevalência e intensidade de U. cyprinae nos
mexilhões localizados nas partes baixas das cordas. Estes dados podem
estar relacionados com o que foi visto por Crespo-González et al. (2005)
que, estudando o ciclo de vida deste turbelário, verificou que este possui
uma fase de maturação sexual nas brânquias de M. gallaprovincialis e
um período reprodutivo, no substrato, onde secreta um casulo, realiza a
postura, com posterior eclosão dos ovos e procura de um novo
hospedeiro.
Dados importantes foram registrados por Cáceres-Martínez et al.
(1998), quando viram que a prevalência de U. cyprinae pode depender
das características ambientais, onde locais mais poluídos teriam menos
turbelários e que a exposição dos mexilhões ao ar durante as marés
baixas reduziria estas chances de infecção considerando que condições
anaeróbias fariam os mexilhões se fecharem, reduzindo a presença de U. cyprinae.
Apesar de ser tratado como parasita de moluscos bivalves, neste
estudo observou-se que a relação entre U. cyprinae e P. perna seria de
comensalismo e não de parasitismo, para a época da pesquisa e as
condições encontradas nos locais de cultivos.
5.CONCLUSÕES
Os turbelários registrados pertencem à espécie U. cyprinae;
O parasita U. cyprinae mostrou não causar danos ao hospedeiro,
durante o período da pesquisa e nas condições de prevalências
e taxas de infestações registradas.
6.AGRADECIMENTOS
Os autores agradecem à Fundação de Amparo à Pesquisa e
Inovação do Estado de Santa Catarina - FAPESC, pelo apoio financeiro
recebido através do Projeto 17287/2009-1 e aos mitilicultores que
forneceram os mexilhões para esta pesquisa.
100
7.REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Ball SJ (1916) Development of Paravortex gemellipara. J Morphol
27:453-557
Bhaby S, Belhsen OK, Errhif A, Tojon N (2013) Seasonal dynamics of
parasites on mediterranean mussels (Mytilus galloprovincialis) and
ecological determinants of the infections in southern alboran area,
Morocco. International Journal of Parasitology Research 5:116-121
Bower SM, McGladdery SE, Price IM (1994) Synopsis of infectious
diseases and parasites of commercially exploited shellfish. Annual
Review of Fish Diseases 4:1-199
Brun N T, Boghen AD, Allard J (1999) Distribution of the turbellarian
Urastoma cyprinae on the gills of the eastern oyster Crassostrea
virginica. J Shellfish Res 18:175-179
Brusa F, De León RP, Damborenea C (2006) A new Paravortex
(Platyhelminthes, Dalyellioida) endoparasite of Mesodesma
mactroides (Bivalvia, Mesodesmatidae) from Uruguay. Parasitology
Research 99:566-571
Bush AO, Lafferty AD, Lotz JM, Shostak AW (1997) Parasitalogy
meets ecology on its own terms: Margolis et al., revisited. J Parasital
83:575-583
Cáceres-Martínez J, Vasquez-Yeomans R, Sluys R (1998) The
turbellarian Urastoma cyprinae from edible mussels Mytilus
galloprovincialis and Mytilus californianus in Baja California, NW
Mexico. J Invert Pathol 72:214-219
Cannon LRG, Lester RJG (1988) Two turbellarians parasitic in fish. Dis
Aquat Org 5:15-22
Crespo-Gonzalez C, Alvarez RMR, Dominguez, HR, Bua, MS, Iglesias,
R, Fernandez, CA, Estevez JMG (2005) In vitro reproduction of the
turbellarian Urastoma cyprinae isolated from Mytilus galloprovincialis. Mar Biol 147:755-760
101
Crespo-Gonzalez C, Dominguez HR, Segade P, Iglesias R, Arias C,
Estevez JMG (2010) Seasonal dynamic and microhabitat distribution
of Urastoma cyprinae in Mytilus galloprovincialis: implications for
its life cycle. J Shellfish Res 29:187-192
Da Silva PM, Magalhães ARM, Barracco MA (2012) Pathologies in
commercial bivalve species from Santa Catarina State, southern
Brazil. Journal of the Marine Biological Association of the United
Kingdon 92:571-579
Dawes CJ (1971) Biological techniques in electron microscopy. New
York: Barnes & Noble
Dykstra MJ (1993) A manual of applied techniques for biological
electron microscopy. New York: Plenum Press
Fleming LC, Burt MDB, Bacon GB (1981) On some commensal
Turbellaria of the Canadian east coast. Hydrobiologia 84:131-137
Hayat MA (1972) Basic electron microscopy techniques. New York:
UNR
Howard AW, Smith CS (1983) Histological techniques for marine
bivalve mollusks. NOAA Technical Memorandum NMFS-F/NEC-
25, Woods Hole.
Jennings JB (1971) Parasitism and commensalism in the Turbellaria.
Adv Parasitol 9:1-32
Karagiannis D, Vatsos IN, Theodoridis A, Angelidis P (2013) Effect of
culture system on the prevalence of parasites of the Mediterranean
mussel Mytilus galloprovincialis (Lamark, 1819). J Hellenic Vet
Med Soc 2:113-122
Linton E (1910) On a new rhabdocoele commensal with Modiolus plicatulus. J Exp Zool 9:371-386
Marcus E (1951) Turbellaria brasileiros (9). Bol Fac Fil Ci Letras, Univ.
São Paulo.16:5-215
102
Mladineo I, Petric M, Hrabar J, Bocina I, Peharda M (2012) Reaction of
the mussel Mytilus galloprovincialis (Bivalvia) to Eugymnanthea inquilina (Cnidaria) and Urastoma cyprinae (Turbellaria) concurrent
infestation. Journal of Invertebrate Pathology 110:118-125
Murina GV, Solonchenko AI (1991) Commensals of Mytilus galloprovincialis in the Black Sea Urastoma cyprinae (Turbellaria)
and Polydora clhata (Polychaeta). Hydrobiologia 227:385-387
Rayyan A, Photis G, Chintiroglou CC (2004) Metazoan parasite species
in cultured mussel Mytilus galloprovincialis in the Thermaikos Gulf
(North Aegean Sea, Greece). Dis Aquat Org 58:55-62
Robledo JAF, Cáceres-Martínez J, Sluys R, Figueras A (1994a) The
parasitic turbellarian Urastoma cyprinae (Platyhelmintes:
Urasomidae) from blue mussel Mytilus galloprovincialis in Spain:
occurrence and pathology. Dis Aquat Org 18:203-210
Robledo JAF, Santarém MM, Figueras A (1994b) Parasites loads of
rafted blue mussels (Mytilus galloprovincialis) in Spain with special
reference to the copepod, Mytilicola intestinalis. Aquaculture
127:287-302
Rohde K (2001) Platyhelminthes. Encyclopedia of Life Sciences ©
2001, John Wiley & Sons, Ltd. URL: <www.els.net>
Romeis B (1968) Mikroskopische Technik. 16. Aufl. München.
Oldenbourg
Sabry RC, Da Silva PM, Gesteira TCV, Pontinha VA, Magalhães ARM
(2011) Pathological study of oysters Crassostrea gigas from culture
and C. rhizophorae from natural stock of Santa Catarina Island, SC,
Brazil. Aquaculture 60:43-50
Suárez-Morales E, Scardua MP, Da Silva PM (2010) Occurrence and
histo-pathological effects of Monstrilla sp. (Copepoda:
Monstrilloida) and other parasites in the brown mussel Perna perna
from Brazil. Journal of the Marine Biological Association of the
United Kingdom 90:953-958
103
Teia dos Santos AM, Coimbra J (1995) Growth and production of raft-
cultured Mytilus edulis L., in Ria de Aveiro: gonad symbiotic
infestation. Aquaculture 132:195-211
Trotti GC, Baccarani EM, Giannetto S, Giuffrida A, Paesanti F (1998)
Prevalence of Mytilicola intestinalis (Copepoda: Mytilicolidae) and
Urastoma cyprinae (Turbellaria: Hypotrichinidae) in marketable
mussels Mytilus galloprovincialis in Italy. Dis Aquat Orgl 32:145-
149
Villalba A, Mourelle SG, Carballal MJ, Lopez C (1997) Symbionts and
diseases of farmed mussels Mytilus galloprovincialis throughout the
culture process in the Rias of Galicia (NW Spain). Dis Aquat Org
31:127-139
Westblad E (1955) Marine 'Alloeocoels' (Turbellaria) from North
Atlantic and Mediterranean coasts. I Ark Zool 24:491-526
Westfall PH, Tobias RD, Rom D, Wolfinger RD, Hochberg Y (1999)
Multiple Comparisons and Multiple Tests using the SAS® System,
SAS Books by Users, to appear
Zeidan GC, Luz MSA, Boehs G (2012) Parasites of economically
important bivalves from the southern coast of Bahia State, Brazil.
Rev Bras Parasitol Vet 4:391-398
104
CAPÍTULO V
PRIMEIRO REGISTRO DA OCORRÊNCIA DO COPÉPODE
Monstrilla sp. EM MEXILHÕES Perna perna DE CULTIVO, NO
MUNICÍPIO DE PALHOÇA, SANTA CATARINA, BRASIL.
O artigo será enviado para publicação no periódico Diseases of
Aquatic Organisms, tendo sido redigido segundo as normas da
referida revista científica.
105
PRIMEIRO REGISTRO DA OCORRÊNCIA DO COPÉPODE
Monstrilla SP. EM MEXILHÕES Perna perna DE CULTIVO, NO
MUNICÍPIO DE PALHOÇA, SANTA CATARINA, BRASIL.
Ana Lúcia Carneiro Schaefer, Simone Sühnel, Aimê Rachel Magenta
Magalhães
Núcleo de Estudos em Patologia Aquícola, Departamento de
Aquicultura, Centro de Ciências Agrárias, Universidade Federal de
Santa Catarina (UFSC), Rodovia Admar Gonzaga, 1346, CEP 88040-
900, Florianópolis/SC, Brasil. [email protected]
Resumo
A presença de copépodes do gênero Monstrilla, tem sido registrada na
mitilicultura brasileira. Este é o primeiro registro da ocorrência do
copépode do gênero Monstrilla, em mexilhões Perna perna cultivados
no município de Palhoça, Santa Catarina, Brasil. Durante o período de
julho de 2010 a junho de 2011, foram realizadas coletas mensais de 30
indivíduos. As análises ao estereomicroscópio, microscópio de contraste
diferencial de fase (DIC) e análises através de microscopia eletrônica de
varredura (MEV) e de cortes histológicos com o auxílio da microscopia
de luz, mostraram a presença de fases juvenis e pré-adulta do copépode,
retirado de nódulos presentes no tecido conjuntivo da borda do manto
dos mexilhões. A prevalência de 43,33% foi registrada nos mexilhões
analisados ao estereomicroscópio, apenas no mês de junho de 2010.
Durante o período da pesquisa não foram registradas mortalidades dos
mexilhões.
Palavras-chave: Patologia, Monstrilloida, moluscos bivalves,
parasitismo.
106
Abstract
The presence of copepods of the genus Monstrilla, has been registered
in the mussels from Brazil. This is the first record of the occurrence of
the copepod genus Monstrilla in Perna perna cultivated in Palhoça,
Santa Catarina state, Brazil. During the period July 2010 to June 2011,
monthly collections of 30 individuals were performed. The analysis
under a microscope stereoscope, phase contrast microscopy (DIC) and
by scanning electron microscopy (SEM) and histopathology, showed the
presence of juvenile and pre-adult stages of the copepod, removed from
nodules present in the connective tissue of the mussels mantle edge. The
prevalence of 43.33% was recorded in mussels analyzed with
stereoscopic microscope, only in June 2010. During the research period
no mussel mortalities were recorded.
Keywords: Pathology, Monstrilloida, bivalve molluscs, parasitism.
107
1.INTRODUÇÃO
Como em qualquer produção animal, as enfermidades causadas
por parasitas são preocupantes, principalmente pela introdução de
espécies exóticas e o transporte de material biológico vivo (Magalhães e
Ferreira 2006).
Nos ecossistemas aquáticos os copépodes geralmente são os
organismos mais abundantes e possuem grande importância na
transferência de energia entre o fitoplâncton e os animais que estão em
níveis elevados da cadeia trófica (Ara 2004).
Espécies de Monstrilloida são copépodes parasitas que infectam
poliquetas bentônicos, moluscos bivalves e esponjas (Huys et al. 2007;
Suárez-Morales 2011). De acordo com Suárez-Morales et al. (2010),
pouco se sabe sobre o desenvolvimento destes crustáceos por ocorrer no
interior do seu hospedeiro. De acordo com Grygier & Ohtsuka (1995),
os copépodes Monstrilloida possuem uma fase naupliar infecciosa que
penetra nos tecidos do hospedeiro. Após a infecção é produzida uma
bainha de proteção e um tubo de alimentação, através do qual se
alimenta (Davis 1984; Suárez-Morales 2011). A fase de vida adulta livre
do copépode Monstrilla sp. está presente na coluna d’água e indivíduos
maduros são coletados com frequência por redes de plâncton nas águas
costeiras de todas as latitudes (Davis 1984; Suárez-Morales 2001).
Estudos realizados com espécies de copépodes Monstrilloida
registraram a ocorrência deste parasita em peixes (Suárez-Morales &
Santana-Piñeros 2008), moluscos (Suárez-Morales et al. 2010),
poliquetas (Suárez-Morales et al. 2014) e amostras de plâncton. Um
resumo dessas informações encontra-se na Tabela 1.
108
Tabela 1. Síntese de pesquisas realizadas com copépodes Monstrilloida. Hospedeiro ou
Local de
amostragem
Especificação Local de
procedência Autor
Moluscos Perna perna Penha, Santa
Catarina, Brasil
Suárez-Morales
et al. (2010)
Poliquetas Haplosyllis sp. Hawai, EUA Suárez-Morales
et al. (2014)
Plâncton
Lagoa de recife Península de
Yucatan, México
Suárez-Morales & Islas-
Landeros (1993); Suárez-
Morales (1994) e Suárez-
Morales & Gasca (1998)
Baía de Ilha Grande Rio de Janeiro Dias (1996)
Enseada de Itapocoroi,
próximo aos cultivos
Penha, Santa
Catarina, Brasil Duarte (1999)
Zona costeira Rio de Janeiro e
Bahia, Brasil
Suárez-Morales & Dias
(2000)
Baía Suape
Pernambuco,
Brasil
Zona costeira
Espírito Santo e
Rio de Janeiro,
Brasil
Mahahual Recife no Caribe
Mexicano Suárez-Morales (2001)
Baía de Zihuatanejo Pacífico Mexicano Suárez-Morales & Alvarez-
Silva (2001)
Banco Chinchorro Caribe Mexicano Suárez-Morales (2003)
Zona costeira Valparaíso, Chile Suárez-Morales
et al. (2006)
Baía Brown Canal de Beagle Suárez-Morales
et al. (2008)
Depositados em
Museus
Museu Britânico de
História Natural Mar Egeu, Grécia
Suárez-Morales & Alvarez-
Silva (2001)
Museu Nacional de
História Natural dos
EUA
Mindanao,
Filipinas Suárez-Morales (2000)
Museu Nacional de
História Natural de
Berlin, Alemanha
Dry Tortugas,
Flórida, EUA
Suárez-Morales & Gasca
(2004)
Museu de Zoologia da
Universidade de
Amsterdam, Holanda
Mar das Molucas,
Indonésia. Suárez-Morales (2007)
Museu Nacional de
História Natural,
Smithsonian, EUA.
Baía Caldera,
Filipinas Suárez-Morales (2007)
Coleção da
Universidade de Oslo Mar da Noruega Suárez-Morales (2010)
De acordo com Suárez-Morales (2011) a análise da distribuição
mundial das publicações sobre a Ordem Monstrilloida, mostra o
Nordeste Atlântico com 45% do total dos registros, seguida pelo
109
Noroeste Atlântico com 17% e o hemisfério sul com menos de 3%
(Tabela 2).
Tabela 2. Número de espécies de Monstrilloida descritas e suas regiões
de ocorrência (adaptado de Suárez-Morales, 2011).
Local de ocorrência Número de espécies descritas
Nordeste Atlântico 32
Mar do Caribe – Golfo do México 24
Mediterrâneo – Mar Negro 19
Indonésia – Malásia e Filipinas 17
Japão 17
Brasil e Argentina 16
O objetivo do presente trabalho foi avaliar a ocorrência do
copépode do gênero Monstrillia em mexilhões P. perna, cultivados no
município da Palhoça, Santa Catarina.
2.MATERIAIS E MÉTODOS
Locais de coletas e amostragens
Durante o período de julho de 2010 a junho de 2011, foram feitas
coletas de mexilhões em 5 cordas de um cultivo localizado na Praia do
Cedro em Palhoça (27º45’23”S, 48º37’07”W), litoral de Santa Catarina.
Mensalmente foram amostrados 6 mexilhões de cada corda,
totalizando 30 animais. Os bivalves de cada corda foram colocados em
sacos plásticos diferentes e transportados em caixa térmica até o Núcleo
de Estudos em Patologia Aquícola do Departamento de
Aquicultura/CCA/UFSC, onde foram dissecados dentro de 2 horas após
cada coleta. Nos dias das coletas dos mexilhões também foram aferidos
os dados de salinidade, através da média de 3 amostras de água do mar,
com o auxílio de salinômetro Alfakit. A temperatura foi registrada ao
final de cada coleta com o auxílio de um termômetro de mercúrio que
permaneceu submerso a uma profundidade de 1m.
110
Coleta de tecido do hospedeiro e de copépodes ao
estereomicroscópio
Mensalmente, os mexilhões (n=30) foram abertos e observados
ao estereomicroscópio com a finalidade de registrar anomalias e/ou
endoparasitas.
Após a identificação de nódulos na borda do manto de alguns
mexilhões, foram realizadas dois tipos de coletas: a) abertura do nódulo
e retirada do copépode, com o auxílio de lâmina de bisturi, agulha e
pinça; e b) retirada do tecido da borda do manto junto com os nódulos e
seu conteúdo, com o auxílio de lâmina de bisturi e pinça.
Os copépodes retirados da protuberâncias foram preservados
conforme protocolo específico, para serem processados para
microscopia eletrônica de varredura (MEV) e para confecção de
imagens com o auxílio do microscópio de contraste diferencial de fase
(DIC). Os tecidos da borda do manto também foram processados para
histopatologia.
- Microscopia eletrônica de varredura No Laboratório Central de Microscopia Eletrônica da
Universidade Federal de Santa Catarina, os copépodes fixados foram
lavados, pós-fixados em tetróxido de ósmio, lavados novamente,
desidratados em série alcoólicas crescentes, passados pelo Ponto Crítico,
montados em Stubs, onde receberam a cobertura de ouro e fotografados
em microscópio eletrônico de varredura (JEOL JSM-6390LV) (Dawes
1971, Hayat 1972 and Dykstra 1993).
- Fotogra fia ao microscópio de contraste di ferencial de fase (DIC)
Para esta técnica os copépodes foram fixados em formol 5%
neutro, transferidos para álcool 70%, clarificados e montados com o uso
do polyvinyl-lactophenol. Essa substância dilui os tecidos internos,
preservando o exoesqueleto para medições e observações de peças e
ornamentos que auxiliam na classificação da espécie (National Museum
of Natural History, Smithsonian Institution, 2014). Os animais
clarificados foram observados e fotografados ao microscópio de
contraste diferencial de fase (DIC).
111
- Histopatolog ia
As amostras de tecido da borda do manto dos mexilhões contendo
os nódulos foram colocadas em cassetes pré-identificados para serem
fixados em Solução de Davidson (Bell & Lightner 1988). A orientação
dos cortes do tecido da amostra da borda do manto foi longitudinal e
transversal. As amostras foram desidratadas em série crescente de álcool
e incluídas em parafina conforme Paulete-Vanrell (1967). Os cortes de 5
µm de espessura foram feitos com micrótomo (LUPE, MRP-03) de
navalhas descartáveis, montados em lâminas, corados com Hematoxilina
de Harris e Eosina (Howard & Smith 1983), cobertos com lamínulas
coladas com Erv-Mount e observados ao microscópio de luz.
Análise estatís tica
A prevalência foi calculada de acordo com Bush et al. (1997)
dividindo o total de hospedeiros com determinado patógeno pelo total
de hospedeiros estudados em cada local de coleta e a infestação mensal
foi calculada dividindo a quantidade de patógenos pelo número de
hospedeiros. Os dados de prevalência e infestação foram analisados
através de teste t com permutação (não paramétrico) usando multitest
proc no SAS® (Westfall et al. 1999), para avaliar diferenças entre
locais, estações, meses, temperatura e salinidade.
Os dados de comprimento dos copépode são apresentados com
valores de média e desvio padrão.
3.RESULTADOS
Ao longo do período do experimento, os dados médios de
temperatura e salinidade foram de 20,6 ± 3,4ºC e 32 ± 3‰. Os
mexilhões que foram analisados através das técnicas de histologia
apresentaram comprimento médio de 85,69 ± 11,74 mm.
As técnicas de microscopia eletrônica de varredura, fotografia ao
microscópio de contraste diferencial de fase (DIC) e histopatologia
foram utilizadas como ferramentas para a identificação dos copépodes
levou ao gênero Monstrilla. Trata-se do primeiro registro em mexilhões
P. perna cultivados no município de Palhoça/SC.
A ocorrência de copépodes desse gênero, em cultivo comercial de
mexilhões no município da Palhoça, foi registrada apenas no mês de
junho, no outono de 2011, com prevalência de 43,33%, sendo observado
um total de 39 espécimes em 13 mexilhões (infestação = 3).
112
Coletas ao estereomicroscópio Nas avaliações ao estereomicroscópio, foram visualizadas
nodulações na borda do manto dos mexilhões. Após biópsia destes
nódulos, observou-se a presença de copépodes no seu interior. Os
copépodes, representados pelos espécimes das figuras 1 e 2, foram
retirados dos nódulos que estavam localizados nas bordas do manto dos
mexilhões parasitados.
Fotografias ao microscópio de contraste di ferencial de fase (DIC)
Do total de copépodes coletados, 9 foram clarificados e
fotografados ao microscópio de contraste diferencial de fase (DIC), onde
foi possível visualizar a morfologia de duas fases de copepoditos (Figs.
3 e 4), os tubos de alimentação no copepodito mais jovem (Fig. 3),
copepodito com a segmentação mais nítida (Figs 4 a 6), com o corpo
dividido em cefalossoma, com presença de antênulas frontais,
metassoma e urossoma (Fig. 4), quatro pares de apêndices e somito
genital duplo com espinho ovígero (Fig. 5) e 5° par de apêndices e ramo
caudal (Fig. 6).
Estes indivíduos apresentaram comprimento de 1,21 ± 0,12 mm,
sendo o maior tamanho de 1,50 mm e o menor de 1,03 mm. Os nódulos
no tecido apresentaram comprimento de 0,39 ± 0,17 mm, sendo o maior
tamanho de 0,57 mm e o menor de 0,19 mm.
113
Figura 1 a 6. Espécimes do copepodito do gênero Monstrilla (fêmea)
encontrados no mexilhão Perna perna. Figs. 1 e 2. Copepodito de Monstrilla
sp., em vistas latero-dorsal e dorsal, observados com o auxílio do estereomicroscópio, retirados de mexilhões P. perna cultivados, na
Palhoça/SC. Detalhes dos ocelos frontais, grandes e pigmentados. Figs. 3 a 6. Copepodito de Monstrilla sp. tratados com Polyvinyl-Lactofenol e
fotografados ao DIC. Fig. 3. Copepodito em vista lateral. Detalhe dos tubos de alimentação frontais. Fig. 4. Copepodito em vista lateral. Corpo dividido
em cefalossoma (CF), metassoma (MT) e urossoma (UR). Destaque para o par de antênulas frontais. Fig. 5. Vista lateral do metassoma e urossoma de
copepodito. Detalhe dos quatro pares de apêndices (P1, P2, P3 e P4) e do somito genital duplo com o par de espinhos ovígeros do copepodito. Fig. 6.
Vista dorsal do urossoma de copepodito. Detalhe do 5° par de apêndices (seta) e do ramo caudal com 5 cerdas. Barras = 200 µm (Figs. 1 a 4) e 40 µm
(Figs. 5 e 6).
114
As fotografias feitas ao microcópio de contraste diferencial de
fase (DIC) possibilitaram a realização de desenhos (Figura 7), onde foi
possível visualizar o 1, 2, 3 e 4º par de apêndices e o 5º par de apêndices
de copepodito junto ao complexo genital de uma fêmea.
Figura 7. Representação esquemática dos pares de apêndices e urossoma de
copepodito de Monstrilla sp.: (A) 1º par de apêndices; (B) 2º par de apêndices; (C) 3º par de apêndices; (D) 4º par de apêndices; (E) vista ventral do urossoma
com indicação do 5º par de apêndices, somito genital duplo (SGD) e ramo da furca (RF); (F) vista lateral do urossoma. Barras: 40 µm (A, B, C e D); 100 µm
(E e F).
115
Os quatro pares de apêndices estão localizados no metassoma e
são compostos por endopodito e exopodito com ornamentações de
espinhos e cerdas em números diferenciados (Tabela 3).
Tabela 3. Pares de apêndices e ornamentações dos endo e exopoditos
de copepodito de Monstrilla sp. Numerais romanos indicam o número
de espinhos e arábicos o número de cerdas, de acordo com Suárez-
Morales & Dias (2000).
Par de apêndices Endopodito Exopodito
1 0-1; 0-1; 1,2,2 I-1;0-1;I,1,3
2 - 4 0-1; 0-1; 1,2,2 I-1;0-1;I,1,2,2
Microscopia eletrônica de varredura
Os demais copepoditos coletados (n=30) no estereomicroscópio
foram tratados para microscopia eletrônica de varredura e fotografados.
Com esta técnica foi possível visualizar os pares de tubos alimentares
frontais (Figs. 8 e 9), a membrana que envolve o copepodito quando está
no interior do tecido da borda do manto dos mexilhões (Fig. 10), as
segmentações do corpo do copepodito (Fig. 11), região entre o
cefalossoma e o metassoma, com pares de filamentos que os
copepoditos utilizam para conectar-se ao corpo do hospedeiro e
alimentar-se de seus fluidos (Fig. 12), e o detalhe do tubo oral fechado e
das antênulas na parte frontal do cefalossoma (Fig. 13).
As imagens obtidas através da MEV também auxiliaram na
identificação do gênero Monstrillia.
116
Figura 8 a 13. Copepodito de Monstrilla sp. preparado através do protocolo de
Microscopia Eletrônica de Varredura em fases distintas. Figs. 8 e 9 – Vista ventral de copepoditos com os pares de tubos alimentares frontais. Fig. 10 –
Vista lateral de copepodito com parte da membrana que o envolve dentro do hospedeiro. Fig. 11 – Vista latero-dorsal de copepodito. Fig. 12 – Vista dorsal
de copepodito com detalhe da região entre cefalossoma e metassoma, mostrando pares de filamentos utilizados para alimentação. Fig. 13 – Vista
lateral de copepodito com detalhe do tubo oral fechado e das antênulas, na parte frontal do cefalossoma.
Histopatolog ia
As análises dos cortes histológicos dos tecidos da borda do manto
contendo os copepoditos evidenciaram que o mexilhão não apresentava
infiltração hemocitária, ou seja, o mexilhão não produz uma defesa em
relação à presença deste parasita. Além disso, a histologia auxiliou na
identificação do gênero do copépode, onde foi possível visualizar a
presença do copepodito de Monstrilla sp. no tecido conjuntivo da borda
do manto dos mexilhões, em corte transversal (Fig. 14), detalhe dos
apêndices do copepodito em corte transversal (Fig. 15), corte
longitudinal de copepodito no tecido conjuntivo da borda do manto (Fig.
16) e corte longitudinal de copepodito com destaque para o tubo
alimentar no tecido conjuntivo da borda do manto (Fig. 17).
117
Figura 14 a 17. Copepodito de Monstrilla sp. preparado para Histologia. Fig.
14 – Corte transversal de copepodito no tecido conjuntivo da borda do manto
(BM). Fig. 15 – Detalhe dos apêndices do copepodito em corte transversal.
Fig. 16 - Corte longitudinal de copepodito no tecido conjuntivo da borda do manto. Fig. 17 – Corte longitudinal do copepodito com indicação do tubo
alimentar no tecido conjuntivo da borda do manto. Barras: Figs. 14 e 17 (200 µm) e Figs. 15 e 16 (40 µm).
4.DISCUSSÃO
A descoberta da ordem dos copépodes Monstrilloida data de
1841, sendo representados por 116 espécies, agrupadas em 4 gêneros,
das quais 56 pertencem ao gênero Monstrilla (Suárez-Morales 2011).
A maior parte das pesquisas tem sido realizada com exemplares
adultos coletados no plâncton ou com material biológico depositado em
coleções científicas. Pesquisas utilizando material coletado em
hospedeiros como poliquetas e moluscos bivalves foram realizadas por
Suárez-Morales et al. (2010) e Suárez-Morales et al. (2014).
A ocorrência deste gênero de copépode em cultivos comerciais
de P. perna, foi relatada pela primeira vez por Suárez-Morales et al.
(2010) na Penha/SC, Brasil, apresentando prevalência de 25,6%. Até
118
este registro sua presença era relatada em gatrópodes prosobrânquios
(classificação em desuso por serem parafiléticos), numa prevalência de
2% (Pelseneer 1914) e em anelídeos poliquetas, com prevalência de 1%
(Hartman 1964).
Nos Monstrilloida somente os estágios adultos e naupliares
possuem vida livre planctônica sem se alimentar (Isaac 1975), pois estes
copépodes produzem um tubo alimentar (Figs. 3, 8, 9 e 17) em sua fase
de endoparasita seus hospedeiros (Figs. 1 e 2).
De acordo com Suárez-Morales et al. (2010), a taxonomia de
Monstrilloida é realizada exclusivamente a partir dos estudos realizados
com exemplares adultos. Nos copépodes analisados nessa pesquisa foi
possível identificar fêmeas juvenis pela presença do somito genital
duplo ou espinhos ovígeros (Figs. 5, 7E e 7F) e de 6 cerdas caudais
(Figs. 6 e 7E) que, de acordo com Suárez-Morales & Gasca (2004) e
Suárez-Morales (2011), caracterizam as fêmeas do gênero Monstrilla e
permanecem inalteradas durante seus estágios juvenis e pré-adulto. Nos
exemplares analisados ao estereomicroscópio, após a abertura dos
nódulos, foi possível observar a presença de ocelos frontais (Figs. 1 e 2),
de acordo com o que também foi registrado por Suárez-Morales et al.
(2014).
Morfologicamente podemos afirmar que o copépode coletado nos
tecidos da borda do manto dos mexilhões P. perna estudados nesta
pesquisa, é uma fêmea juvenil pertencente ao gênero Monstrilla.
5.CONCLUSÕES
Os copepoditos retirados dos nódulos localizados nas bordas do
manto dos mexilhões P. perna cultivados no município de Palhoça, são
fêmeas juvenis pertencentes ao gênero Monstrilla;
As análises dos cortes histológicos mostraram ausência de
infiltração hemocitária nos tecidos das bordas do manto, indicando que a
presença desses endo parasitas não provocou reação do hospedeiro,
durante o período da pesquisa e nas condições de prevalências e taxas de
infestações registradas.
Estudos complementares são necessários, não apenas nos cultivos
da Palhoça, mas nos principais municípios produtores de moluscos
bivalves de Santa Catarina, com a finalidade de coletar indivíduos
adultos para caracterização da espécie.
119
6.AGRADECIMENTOS
Os autores agradecem à Fundação de Amparo à Pesquisa e
Inovação do Estado de Santa Catarina - FAPESC, pelo apoio financeiro
recebido através do Projeto 17287/2009-1 e aos mitilicultores que
forneceram os mexilhões para esta pesquisa.
7.REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Ara K (2004) Temporal variability and production of the planktonic
copepod community in the Cananéia Lagoon Estuarine System,
São Paulo, Brazil. Zoological Studies 2:179-186
Bell TA, Lightner DV (1988) A handbook of normal penaeid shrimp
histology. Baton Rouge, World Aquaculture Society
Bush AO, Lafferty AD, Lotz JM, Shostak AW (1997) Parasitalogy
meets ecology on its own terms: Margolis et al., revisited. J
Parasital 83:575-583
Davis CC (1984) Planktonic Copepoda (including Monstrilloida). In
Steidinger K.A. and Walter L.M. (eds) Marine plankton life cycle
strategies. Boca Raton, FL: CRC Press, p 67–91
Dawes CJ (1971) Biological techniques in electron microscopy. New
York: Barnes & Noble
Dykstra MJ (1993) A manual of applied techniques for biological
electron microscopy. New York: Plenum Press
EPAGRI - Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de
Santa Catarina (2015). www.epagri.sc.gov.br/?page_id=657
(acessado 12 JAN 2015)
Grygier MJ, Ohtsuka S (1995) SEM observation of the nauplius of
Monstrilla hamatapex, new species, from Japan and an example of
upgraded descriptive standards for monstrilloid copepods. Journal
of Crustacean Biology 15:703-719
120
Hartman O (1964) A new monstrillid copepod parasitic in capitellid
polychaetes in Southern California. Zoologischer Anzeiger
167:325-334
Hayat MA (1972) Basic electron microscopy techniques. New York:
UNR
Howard AW, Smith CS (1983) Histological techniques for marine
bivalve mollusks. NOAA Technical Memorandum NMFS-F/NEC-
25, Woods Hole
Huys R, Llewellyn-Hughes J, Conroy-Dalton S, Olson PD, Spinks JN,
Johnston DA (2007) Extraordinary host switching in
siphonostomatoid copepods and the demise of the Monstrilloida:
integrating molecular data, ontogeny and antennulary morphology.
Molecular Phylogenetics and Evolution 43:368-378
Isaac MJ (1975) Copepoda, Sub-order: Monstrilloida. Fiches
d’Identification du Zooplancton 144/145:1-10
Magalhães ARM, Ferreira JF (2006) Patologias e manejo em
malacocultura. In: Silva-Souza AT (eds) Sanidade de Organismos
Aquáticos no Brasil. ABRAPOA, p 79-94
National Museum of Natural History, Smithsonian Institution (2014).
www.mnh.si.edu (acessado 08 DEZ 2014)
Paulete-Vanrell J (1967) Guia de Técnica Microscópica. Faculdade de
Filosofia, Ciências e Letras de São Leopoldo, São Leopoldo
Pelseneer P (1914) Éthologie de quelques Odostomia et d’un
Monstrillide parasite de l’un d’eux. Bulletin Scientifique de la
France et de la Belgique 48:1-14
Suárez-Morales E (1994) Monstrilla elongata, a new monstrilloid
copepod (Crustacea: Copepoda: Monstrilloida) from a reef lagoon
of the Caribbean coast of Mexico. Proceedings of the Biological
Society of Washington 107:262-267
121
Suárez-Morales E (2000). A new species and new geographic records of
Monstrilla (Copepoda: Monstrilloida) from the Philippines. Journal
of Crustacean Biology 20:680-686
Suárez-Morales E (2001) An aggregation of monstrilloid copepods in
awestern Caribbean reef area: ecological and conceptual
implications.Crustaceana 74: 689-696
Suárez-Morales E (2003) Three species of monstrilloids (Copepoda:
Monstrilloida) from Banco Chinchorro, Mexican Caribbean Sea.
Bulletin of Marine Science 73:63-75
Suárez-Morales E (2007) Historical record and supplementary
description of Cymbasoma bullatum (A. Scott) (Copepoda:
Monstrilloida) from the ‘‘Albatross’’ cruise in the Philippines.
Zootaxa 1662: 25–33
Suárez-Morales E (2010) On the taxonomic status of Monstrilla leucopis
Sars (Crustacea: Copepoda: Monstrilloida) from Norway, with
comments on the male of M. longiremis Giesbrecht. Zootaxa 2510:
55-67
Suárez-Morales E (2011) Diversity of the Monstrilloida (Crustacea:
Copepoda). PLoS ONE. 6(8):e22915. 10.1371/journal. pone.
0022915
Suarez-Morales E, Alvarez-Silva C (2001) Cymbasoma tumorifrons
(Copepoda: Monstrilloida): An Expanded Description Based on a
New Collection from the Eastern Tropical Pacific. Pacific Science,
Volume 55, Number 2, p 183-189
Suárez-Morales E, Dias C (2000) Two new species of Monstrilla
(Copepoda: Monstrilloida) from Brazil. J Mar Biol Assoc. UK
80:1031-1039
Suárez-Morales E, Gasca R (1998) Cymbasoma bowmani n. sp., a new
monstrilloid (Copepoda: Monstrilloida) from a Caribbean reef,
with notes on species variation. J Mar Syst 15:433-439
Suárez-Morales E, Gasca R (2004) On the invalidity of Strilloma Isaac
(Copepoda: Monstrilloida): observations from the type species.
Zoological Studies 43:292-299
122
Suárez-Morales E, Islas-Landeros ME (1993) A new species of
Monstrilla (Copepoda: Monstrilloida) from a reef lagoon off the
Mexican coast of the Caribbean Sea. Hydrobiologia 271:45–48
Suárez-Morales E, Santana-Piñeros AM (2008) A new species of
Ergasilus (Copepoda: Cyclopoida: Ergasilidae) from coastal fishes
of the Mexican Pacific. Folia Parasitologica 55: 224–230
Suárez-Morales E, Bello-Smith A, Palma S (2006) A revision of the
genus Monstrillopsis Sars (Crustacea: Copepoda: Monstrilloida)
with description of a new species from Chile. Zoologischer
Anzeiger 245:95-107
Suárez-Morales E, Paiva Scardua M, Da Silva PM (2010) Occurrence
and histo-pathological effects of Monstrilla sp. (Copepoda:
Monstrilloida) and other parasites in the brown mussel Perna perna
from Brazil. Journal of the Marine Biological Association of the
United Kingdo. 90:953–958
Suárez-Morales E, Ramírez FC, Derisio C (2008) Monstrilloida
(Crustacea: Copepoda) from the Beagle Channel, South America.
Contributions to Zoology 4:217-226
Suárez-Morales E, Harris LH, Ferraric FD, Gasca R (2014) Late
postnaupliar development of Monstrilla sp. (Copepoda:
Monstrilloida), a protelean endoparasite of benthic polychaetes.
Invertebrate Reproduction & Development 58:60-73
Westfall PH, Tobias RD, Rom D, Wolfinger RD, Hochberg Y (1999)
Multiple Comparisons and Multiple Tests using the SAS® System,
SAS Books by Users, to appear
123
Resumo da Tese
Após um ano de pesquisa nos municípios de Palhoça,
Florianópolis, Governador Celso Ramos e Penha, que são os principais
produtores do mexilhão Perna perna em Santa Catarina, podemos
afirmar que enfermidades de notificação obrigatória pela OIE, não estão
presentes nas mitiliculturas catarinenses;
Os patógenos registrados durante o período da pesquisa e na
densidade de ocorrência, não são causadores de mortalidades, mas a
bucefalose é a patologia que mais preocupa por provocar a castração do
mexilhão.
Copépodes da espécie Pseudomyicola spinosus, em sua fase
adulta e naupliar, foram observados parasitando o mexilhão P. perna,
sem causar danos ao hospedeiro.
Turbelários da espécie Urastoma cyprinae mostraram não causar
danos ao hospedeiro nas condições de prevalências e taxas de
infestações registradas durante o período da pesquisa.
Os copépodes retirados dos nódulos do tecido da borda do manto
pertencem ao gênero Monstrilla, sem provocar danos aos mexilhões nas
condições de prevalências e taxas de infestações registradas durante o
período da pesquisa.
Considerações finais da Tese
A continuidade dessas pesquisas se faz necessária com a
finalidade de monitorar os patógenos que acometem a malacocultura
catarinense, reconhecer os problemas de saúde animal e fornecer dados
para ações imediatas.
![Cabos de aço Perna 1. Introdução [1]. Perna Ex. 6x7 6 pernas 7 arames/ perna.](https://static.fdocumentos.com/doc/165x107/5706384b1a28abb8238f583a/cabos-de-aco-perna-1-introducao-1-perna-ex-6x7-6-pernas-7-arames-perna.jpg)
